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Hay pequeñas partes entre los genes en un operón que no codifica ningún aminoácido. ¿Cuál es el propósito de estas partes?

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¿Cuál es el propósito de estas partes en el proceso de traducción? Imagen para demostrar a continuación:


Las regiones entre los genes de un operón procariota se transcriben en el ARN mensajero pero no se traducen en proteínas. Debido a que no están traducidos, se caracterizan por el término general Regiones sin traducir (UTR). En este diagrama de Wikipedia se muestra un operón típico que tiene dos genes:

La UTR que se produce entre los genes que codifican proteínas contiene la secuencia de un sitio de unión ribosomal (RBS) en el ARNm transcrito. Un RBS es un sitio donde un ribosoma puede unirse al ARNm para que el codón de inicio del siguiente gen esté en la posición correcta para comenzar la traducción de la proteína. (Por supuesto, el 5 'UTR que precede al primer gen también tiene una secuencia de RBS). Un RBS contiene una secuencia de nucleótidos particular para coincidir con una secuencia complementaria del ARN ribosómico del ribosoma; esta secuencia se conoce como la secuencia de Shine-Dalgarno.

(Tenga en cuenta que estos UTR intergenéticos son no llamados intrones; los intrones ocurren solo en eucariotas y ocurren dentro de un gen, entre los codones Start y Stop.)


No estoy seguro acerca del papel en este caso particular del operón lac, pero normalmente estas secuencias no codificantes en el sistema eucariota (regiones intrónicas) tienen algunos roles reguladores, pueden estar en el mismo gen o en otros genes ubicados en otra parte del cromosoma. Por ejemplo, el intrón 3 del gen A puede actuar como una secuencia potenciadora del gen B ubicada 500 pb aguas abajo del gen A

En este caso, el operón está produciendo tres proteínas diferentes, si no hubiera espacios, es posible que se haya producido una proteína de fusión que no es la deseada.


Hay pequeñas partes entre los genes en un operón que no codifica ningún aminoácido. ¿Cuál es el propósito de estas partes? - biología

Regulación de la expresión genética

La función celular está influenciada por el entorno celular. La adaptación a entornos específicos se logra mediante la regulación de la expresión de genes que codifican las enzimas y proteínas necesarias para la supervivencia en un entorno particular. Los factores que influyen en la expresión genética incluyen nutrientes, temperatura, luz, toxinas, metales, sustancias químicas y señales de otras células. Las fallas en la regulación de la expresión génica pueden causar diversos trastornos y enfermedades humanos.

Regulación en procariotas

Las bacterias tienen un mecanismo general simple para coordinar la regulación de genes que codifican productos involucrados en un conjunto de procesos relacionados. El grupo de genes y el promotor, más las secuencias adicionales que funcionan juntas en la regulación, se denominan operón.

El operón de lactosa (laca operón)

El operón lactosa de E. coli codifica la enzima b -galactosidasa que hidroliza la lactosa en galactosa y glucosa.

los laca El operón contiene tres cistrones o fragmentos de ADN que codifican una proteína funcional. Las proteínas codificadas por cistrones pueden funcionar solas o como subunidades de enzimas o proteínas estructurales más grandes.

El gen Z codifica la b -galactosidasa. El gen Y codifica una permeasa que facilita el transporte de lactosa a la bacteria. El gen A codifica una tiogalactósido transacetilasa cuya función se desconoce. Los tres genes se transcriben como un solo ARNm policistrónico. El ARN policistrónico contiene múltiples mensajes genéticos, cada uno con sus propias señales de iniciación y terminación de la traducción.

Regulación de la laca Operón

La actividad del promotor que controla la expresión del laca El operón está regulado por dos proteínas diferentes. Una de las proteínas evita que la ARN polimerasa se transcriba (control negativo), la otra mejora la unión de la ARN polimerasa al promotor (control positivo).

Control negativo de la laca Operón

La proteína que inhibe la transcripción del laca operón es un tetrámero con cuatro subunidades idénticas llamadas laca represor. los laca represor está codificado por el lacI gen, ubicado aguas arriba del laca operón y tiene su propio promotor. Expresión de la lacI gen no está regulado y niveles muy bajos de la laca represor se sintetizan continuamente. Los genes cuya expresión no está regulada se denominan genes constitutivos.

En ausencia de lactosa la laca represor bloquea la expresión del laca operón uniéndose al ADN en un sitio, llamado operador, que está aguas abajo del promotor y aguas arriba del sitio de inicio de la transcripción. El operador consiste en una secuencia de nucleótidos específica que es reconocida por el represor que se une muy fuertemente, bloqueando físicamente (estrangulando) el inicio de la transcripción.

los laca represor tiene una alta afinidad por la lactosa. Cuando hay una pequeña cantidad de lactosa, el laca el represor lo unirá provocando la disociación del operador de ADN, liberando así el operón para la expresión génica. Los sustratos que provocan la disociación de los represores de sus operadores se denominan inductores y los genes regulados por dichos represores se denominan genes inducibles.

Control positivo de la laca Operón

Aunque la lactosa puede inducir la expresión de laca operón, el nivel de expresión es muy bajo. La razón de esto es que el laca El operón está sujeto a la represión de catabolitos o la expresión reducida de genes provocada por el crecimiento en presencia de glucosa. La glucosa se metaboliza muy fácilmente, por lo que es la fuente de combustible preferida sobre la lactosa, por lo que tiene sentido evitar la expresión de laca operón cuando la glucosa está presente.

La fuerza de un promotor está determinada por su capacidad para unirse a la ARN polimerasa y formar un complejo abierto. El promotor de la laca operón es débil y, en consecuencia, el laca el operón se transcribe pobremente tras la inducción. Existe un sitio de unión, corriente arriba del promotor, para una proteína llamada proteína activadora de catabolitos (CAP). Cuando la proteína CAP se une, distorsiona el ADN para que la ARN polimerasa pueda unirse de manera más efectiva, por lo tanto, la transcripción del laca el operón está muy mejorado. Para unirse al CAP, primero debe unirse al AMP cíclico (cAMP), un segundo mensajero sintetizado a partir del ATP por la enzima adenilato ciclasa.

En presencia de glucosa circulante, los niveles de AMPc son muy bajos y, en consecuencia, el inicio de la transcripción desde el laca el operón es muy bajo. A medida que los niveles de glucosa disminuyen, la concentración de AMPc aumenta la activación de CAP que a su vez se une al sitio de CAP estimulando la transcripción. El complejo cAMP-CAP se denomina regulador positivo.

La arabinosa es un azúcar de cinco carbonos que puede servir como fuente de energía y carbono para E. coli. Primero, la arabinosa debe convertirse en ribulosa-5-fosfato antes de que pueda metabolizarse. El operón arabinosa tiene tres genes,árabe, araA y araD que codifican tres enzimas para realizar esta conversión. Un cuarto gen araC, que tiene su propio promotor, codifica un factor regulador llamado proteína C.

Los sitios regulatorios de la ara El operón incluye cuatro sitios que se unen a la proteína C y un sitio de unión a CAP. los araO1 y araO2 los sitios están aguas arriba del promotor y los sitios de unión de CAP. Los otros dos sitios de unión a la proteína C llamados arai1 y araI2 se encuentran entre el sitio de unión de CAP y el promotor.

Control negativo de la araC Operón

En ausencia de arabinosa, los dímeros de la proteína C se unen a araO2, araO1 y araI1. Las proteínas C unidas a araO2 y arai1 se asocian entre sí, lo que hace que el ADN entre ellos forme un bucle que bloquee eficazmente la transcripción del operón.

Control positivo de la araC Operón

La proteína C se une a la arabinosa y sufre un cambio conformacional que le permite unirse también a la araO2 y arai2 sitios. Esto da como resultado la generación de un bucle de ADN diferente que se forma por la interacción de las proteínas C unidas a la araO1 y araO2 sitios.

La formación de este bucle estimula la transcripción del araC gene que da como resultado una síntesis adicional de proteína C, por lo que la proteína C autorregula su propia síntesis. En ausencia de glucosa, se forma cAMP-CAP que se une al sitio CAP. Proteína C unida a la araI1 y araI2 sitios interactúa con el CAP unido permitiendo que la ARN polimerasa inicie la transcripción desde el ara promotor del operón.

El operón triptófano

E. coli Puede sintetizar los 20 aminoácidos naturales. La síntesis de aminoácidos consume mucha energía, por lo que para evitar el desperdicio de energía, los operones que codifican la síntesis de aminoácidos están estrictamente regulados. los trp operón consta de cinco genes, trpe, trpD, trpC, trpB y trpA, que codifican las enzimas necesarias para la síntesis de triptófano.

los trp El operón está regulado por dos mecanismos, correpresión negativa y atenuación. La mayoría de los operones implicados en la síntesis de aminoácidos están regulados por estos dos mecanismos.

El operón trp está controlado negativamente por el trp represor, un producto del trpR gene. los trp el represor se une al operador y bloquea la transcripción del operón. Sin embargo, para unirse al operador, el represor primero debe unirse a Trp, por lo que el triptófano es un correpresor. En ausencia de Trp el trp represor se disocia y transcripción del trp se inicia el operón.

La atenuación regula la terminación de la transcripción en función de la concentración de triptófano. A bajos niveles de trp se produce ARNm de longitud completa, a altos niveles de transcripción del trp operón se detiene prematuramente. La atenuación funciona acoplando la transcripción a la traducción. El ARNm procariota no requiere procesamiento y dado que los procariotas no tienen núcleo, la traducción del ARNm puede comenzar antes de que se complete la transcripción. En consecuencia, la regulación de la expresión génica a través de la atenuación es exclusiva de los procariotas.

una. La atenuación está mediada por la formación de una de dos posibles estructuras de tallo-bucle en un segmento 5 'del operón trp en el ARNm.

B. Si las concentraciones de triptófano son bajas, la traducción del péptido líder es lenta y la transcripción del operón trp supera la traducción. Esto da como resultado la formación de una estructura de tallo-bucle no terminal entre las regiones 2 y 3 en el segmento 5 'del ARNm. Luego se completa la transcripción del operón trp.

C. Si las concentraciones de triptófano son altas, el ribosoma traduce rápidamente el péptido líder del ARNm. Debido a que la traducción se produce rápidamente, el ribosoma cubre la región 2 de modo que no puede unirse a la región 3. En consecuencia, se produce la formación de una estructura de tallo-bucle entre las regiones 3 y 4 y se termina la transcripción.

Regulación de la expresión genética en eucariotas

La información genética de una célula humana es mil veces mayor que la de una célula procariota. Las cosas se complican aún más por la cantidad de tipos de células y el hecho de que cada tipo de célula debe expresar un subconjunto particular de genes en diferentes puntos del desarrollo de un organismo. Es muy complicado regular la expresión génica para que un subconjunto particular de genes se exprese en un tejido específico en puntos específicos de desarrollo. Esta mayor complejidad en la regulación se presta a fallas que causan enfermedades. Se discutirán tres formas en que los eucariotas regulan la expresión génica: alteración del contenido o posición del gen, regulación transcripcional y procesamiento alternativo del ARN.

1. Alteración del contenido o la posición de los genes

El número de copias de un gen o su ubicación en el cromosoma pueden afectar en gran medida su nivel de expresión. El contenido o la ubicación de los genes pueden alterarse mediante amplificación, disminución o reordenamiento de genes.

La expresión de un gen particular puede aumentarse amplificando su número de copias. Casi todas las células eucariotas necesitan proteínas histonas y ARNr en grandes cantidades, por lo que los genes que codifican las histonas y el ARNr existen en un estado amplificado permanentemente. La amplificación de genes puede presentar problemas con el uso de fármacos quimioterapéuticos. El metotrexato inhibe la dihidrofolato reductasa, la enzima responsable de regenerar los folatos utilizados en la síntesis de nucleótidos. Las células tumorales a menudo se vuelven resistentes al fármaco porque el gen que codifica la dihidrofolato reductasa se amplifica varios cientos de veces, lo que produce una mayor producción de enzimas de lo que el fármaco puede manejar.

Un gen cuya expresión solo es necesaria en un punto de desarrollo particular o en un tejido en particular puede apagarse por la disminución del gen. A medida que los reticulocitos maduran y se convierten en glóbulos rojos, todos sus genes se pierden a medida que se degrada el núcleo.

El reordenamiento de genes se utiliza para generar cada uno de los genes que codifican los millones de anticuerpos diferentes que producen las células B. A veces, se producen reordenamientos genéticos incorrectos que conducen a una regulación genética inadecuada. Esto ocurre con frecuencia en las células cancerosas. La translocación de un segmento del cromosoma 8 a los cromosomas que codifican inmunoglobulinas conduce a la activación de un gen que transforma las células B sanas en células de linfoma de Burkitt (células B proliferativas no reguladas).

2. Regulación transcripcional

A través del empaquetado cromosómico

Las regiones de cada uno de los diferentes cromosomas se empaquetan como heterocromatina o eucromatina. En la heterocromatina, el ADN está muy fuertemente condensado y se vuelve inaccesible para la maquinaria transcripcional, por lo que la heterocromatina es transcripcionalmente inactiva. En las mujeres humanas, uno de cada uno de los dos cromosomas X se inactiva por completo al empaquetarse en una heterocromatina para formar un cuerpo de Barr. Los residuos de Cys en el ADN de la heterocromatina están muy metilados, lo que sugiere que la metilación puede desempeñar un papel en el mantenimiento de la heterocromatina. Los fármacos que interfieren con la metilación provocan la activación de genes previamente inactivos que se encuentran en la heterocromatina.

En la eucromatina, el ADN no está tan condensado y es accesible a la maquinaria de transcripción. Las regiones de un cromosoma que se mantienen como hetero y eucromatina pueden variar de una manera específica de la célula. Esto puede permitir que las células de tejidos específicos expresen un subconjunto particular de genes necesarios para la función del tejido.

A través de genes individuales

Las proteínas que participan en la regulación de la expresión génica a menudo se denominan elementos trans que actúan. Se conocen al menos 100 proteínas diferentes, muchas específicas para la regulación de un gen en particular. Otros juegan un papel más general en la regulación de la expresión génica de una manera análoga a la activación de numerosos genes procarióticos por el complejo CAP-cAMP. Los factores que actúan en trans tienen múltiples dominios necesarios para la actividad y pueden incluir dominios de unión a ADN, de activación de la transcripción y de unión a ligando.

Los dominios de unión al ADN reconocen secuencias de ADN específicas en las regiones reguladoras de un gen. Los dominios de unión al ADN de una proteína reguladora generalmente constan de uno de tres motivos: hélice-giro-hélice, dedo de zinc o cremallera de leucina. Las proteínas de unión al ADN que poseen estos motivos se unen con alta afinidad a sus sitios de reconocimiento y con baja afinidad a otro ADN. Una porción muy pequeña de la proteína entra en contacto con el ADN a través de enlaces H e interacciones de van der Waals entre las cadenas laterales de aminoácidos y los grupos funcionales en el surco principal y la cadena principal de fosfato del ADN. El resto de la proteína está involucrada en el posicionamiento apropiado del dominio de unión al ADN y en hacer contactos proteína-proteína con otras proteínas transcripcionales.

Las proteínas con este motivo forman dímeros simétricos que reconocen una secuencia de ADN palindrómica simétrica. Cada monómero del dímero contiene una región en la que dos hélices a se mantienen a 90 grados entre sí mediante un giro de cuatro aminoácidos. Un conjunto de hélices hace contacto con unos cinco pares de bases en el surco principal. El otro conjunto se asienta sobre la columna vertebral de fosfato y ayuda a colocar correctamente el conjunto de hélices que encaja en el surco principal.

Las proteínas que poseen este motivo contienen entre 2 y 9 dominios repetidos que están cada uno centrado en un ion zinc coordinado tetraédricamente. Cada dominio coordinado de zinc forma un bucle que contiene una hélice a, este bucle se llama dedo de zinc. Hay dos tipos de dedos de zinc: el C2H2 dedo y la CX dedo.

Tres dedos interactúan con el surco principal y envuelven el ADN. Muchos factores de transcripción tienen este tipo de dominio.

Las proteínas con este motivo se unen como dímeros al surco principal del ADN. Muchos receptores de esteroides tienen este tipo de dominio.

Las proteínas con este tipo de motivo tienen una hélice a anfipática en su terminal carboxilo. Un lado de la hélice consta de grupos hidrófobos, generalmente leucina, que se repiten cada séptima posición durante varias vueltas de la hélice. La otra cara consta de grupos cargados y polares.

Las proteínas con este motivo se unen como dímeros al surco principal del ADN. Las dos hélices a de cada brazo entran en el surco principal y se envuelven alrededor de la doble hélice. Varios oncogenes utilizan este tipo de motivo.

Dominios que activan la transcripción

Estos dominios generalmente actúan por separado e independientemente de los dominios de unión al ADN. Los dominios que activan la transcripción mejoran la transcripción al interactuar físicamente con otras proteínas reguladoras y / o con la ARN polimerasa. Se desconocen los mecanismos reales por los cuales estos dominios activan o mejoran la transcripción.

Las hormonas esteroides, las hormonas tiroideas y el ácido retinoico son ejemplos de ligandos que activan la transcripción al unirse a un dominio específico en una proteína receptora. Al unirse, el receptor sufre un cambio conformacional que le permite unirse al ADN. Una vez unida al ADN, una proteína receptora puede activar o reprimir la transcripción del gen diana.

Los elementos que actúan en cis son secuencias de ADN que son reconocidas y unidas por los elementos que actúan en trans que regulan la transcripción. Hay dos tipos principales de elementos que actúan en cis: promotores y elementos reguladores.

Los promotores son los sitios donde la ARN polimerasa debe unirse al ADN para iniciar la transcripción (ver la lección "Síntesis y procesamiento de ARN"). La velocidad o eficiencia del uso de promotores por la ARN polimerasa se ve afectada por los elementos reguladores.

Los elementos reguladores son secuencias de ADN específicas que son reconocidas y unidas por los elementos que actúan en trans que estimulan o inhiben la expresión de un gen en particular. Hay dos tipos: potenciadores y elementos de respuesta.

Potenciadores son elementos reguladores que aumentan o reprimen la tasa de transcripción de genes.

Elementos de respuesta son secuencias reguladoras que facilitan la regulación coordinada de un grupo de genes. Ciertos ligandos, como las hormonas esteroides y el AMPc, se unen a sus receptores, que a su vez se unen a su elemento de respuesta para activar o inhibir la transcripción.

3. Procesamiento alternativo

Iniciar la transcripción en un sitio de inicio alternativo coloca un exón diferente en el extremo 5 'de la transcripción. Ejemplos de genes que utilizan sitios de inicio alternativos como una forma de regulación incluyen amilasa, miosina y alcohol deshidrogenasa.

Sitios alternativos de poliadenilación

Las cadenas pesadas de inmunoglobina (anticuerpos) utilizan un sitio de poliadenilación alternativo para afectar la longitud de las transcripciones. La transcripción más larga codifica la m metro forma que se localiza en las membranas celulares de los linfocitos, la transcripción más corta codifica la forma secretada, m s.

Los sitios de empalme alternativos se utilizan para generar proteínas similares con funciones específicas de tejido llamadas isoformas. Muchas hormonas peptídicas existen como isoformas, como el gen de la calcitonina, que se empalma diferencialmente para producir calcitonina en la tiroides y péptido relacionado con el gen de la calcitonina en las neuronas.

Regulación de la estabilidad del ARNm

La estabilidad del ARNm es bastante variable de un gen a otro. Estas variaciones en la estabilidad gobiernan la cantidad de tiempo que el ARNm está disponible para la traducción y, por lo tanto, la cantidad de proteína que se sintetiza. Las vidas medias del ARNm varían de 10 horas a minutos. Se han identificado secuencias en la región 3 'no traducida del ARNm que sirven como señales para una degradación rápida en algunos ARNm con semividas muy cortas. La longitud de la cola de poli A también afecta la estabilidad del ARNm, y las colas más largas tienden a tener vidas medias más largas.


CH450 y CH451: bioquímica: definición de la vida a nivel molecular

13.1 Regulación de genes procariotas

13.2 Regulación de genes eucariotas

13.3 Interacciones proteína-ADN

13.4 Epigenética y herencia transgeneracional

13.5 Referencias

Cada célula nucleada de un organismo multicelular contiene copias del mismo ADN. De manera similar, todas las células en dos cultivos bacterianos puros inoculados de la misma colonia inicial contienen el mismo ADN, con la excepción de los cambios que surgen de mutaciones espontáneas. Si cada célula de un organismo multicelular tiene el mismo ADN, ¿cómo es que las células de diferentes partes del cuerpo del organismo exhiben características diferentes? De manera similar, ¿cómo es que las mismas células bacterianas dentro de dos cultivos puros expuestos a diferentes condiciones ambientales pueden exhibir diferentes fenotipos? En ambos casos, cada célula genéticamente idéntica no enciende ni expresa el mismo conjunto de genes. Solo se expresa un subconjunto de proteínas en una célula en un momento dado.

El ADN genómico contiene tanto genes estructurales, que codifican productos que sirven como estructuras celulares o enzimas, y genes reguladores, que codifican productos que regulan la expresión génica. La expresión de un gen es un proceso altamente regulado. Mientras que la regulación de la expresión génica en organismos multicelulares permite la diferenciación celular, en organismos unicelulares como los procariotas, principalmente asegura que los recursos de una célula no se desperdicien produciendo proteínas que la célula no necesita en ese momento.

Elucidar los mecanismos que controlan la expresión génica es importante para comprender la salud humana. Las fallas en este proceso en humanos conducen al desarrollo de cáncer y otras enfermedades. Comprender la interacción entre la expresión génica de un patógeno y la de su huésped humano es importante para comprender una enfermedad infecciosa en particular. La regulación genética implica una red compleja de interacciones dentro de una célula determinada entre las señales del entorno celular, las moléculas de señalización dentro de la célula y el ADN de la célula. Estas interacciones conducen a la expresión de algunos genes y a la supresión de otros, según las circunstancias.

Los procariotas y eucariotas comparten algunas similitudes en sus mecanismos para regular la expresión génica; sin embargo, la expresión génica en eucariotas es más complicada debido a la separación temporal y espacial entre los procesos de transcripción y traducción. Por tanto, aunque la mayor parte de la regulación de la expresión génica se produce a través del control transcripcional en procariotas, la regulación de la expresión génica en eucariotas se produce a nivel transcripcional y postranscripcional (después de que se haya realizado la transcripción primaria).

13.1 Regulación de genes procarióticos

En bacterias y arqueas, las proteínas estructurales con funciones relacionadas generalmente se codifican juntas dentro del genoma en un bloque llamado operón y se transcriben juntos bajo el control de un solo promotor, resultando en la formación de un transcripción policistrónica(Figura 13.1). De esta manera, la regulación de la transcripción de todos los genes estructurales que codifican las enzimas que catalizan los muchos pasos en una única vía bioquímica puede controlarse simultáneamente, porque todos serán necesarios al mismo tiempo o ninguno será necesario. Por ejemplo, en E. coli, todos los genes estructurales que codifican las enzimas necesarias para utilizar lactosa como fuente de energía están codificados uno al lado del otro en la lactosa (o laca) operón bajo el control de un solo promotor, el laca promotor. Los científicos franceses François Jacob (1920-2013) y Jacques Monod del Instituto Pasteur fueron los primeros en mostrar la organización de genes bacterianos en operones, a través de sus estudios sobre la laca operón de E. coli. Por este trabajo, ganaron el Premio Nobel de Fisiología o Medicina en 1965.

Figura 13.1 Representación esquemática de un operón. En los procariotas, los genes estructurales de función relacionada a menudo se organizan juntos en el genoma y se transcriben juntos bajo el control de un solo promotor. La región reguladora del operón incluye tanto al promotor como al operador. Si un represor se une al operador, los genes estructurales no se transcribirán. Alternativamente, los activadores pueden unirse a la región reguladora, mejorando la transcripción.

Cada operón incluye secuencias de ADN que influyen en su propia transcripción, estas se encuentran ubicadas en una región llamada región reguladora. La región reguladora incluye el promotor y la región que rodea al promotor, a la que factores de transcripción, proteínas codificadas por genes reguladores, pueden unirse. Los factores de transcripción influyen en la unión de Polimerasa de ARN al promotor y permitir su progresión para transcribir genes estructurales. A represor es un factor de transcripción que suprime la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo al unirse a una secuencia de ADN dentro de la región reguladora llamada operador, que se encuentra entre el sitio de unión de la ARN polimerasa del promotor y el sitio de inicio de la transcripción del primer gen estructural. La unión del represor bloquea físicamente la ARN polimerasa para que no transcriba genes estructurales. Por el contrario, un activador es un factor de transcripción que aumenta la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo al facilitar la unión de la ARN polimerasa al promotor. Un inductor, un tercer tipo de molécula reguladora, es una molécula pequeña que activa o reprime la transcripción al interactuar con un represor o un activador.

En procariotas, hay ejemplos de operones cuyos productos génicos se requieren de manera bastante consistente y cuya expresión, por lo tanto, no está regulada. Tales operones son expresado constitutivamente, lo que significa que se transcriben y traducen continuamente para proporcionar a la célula niveles intermedios constantes de los productos proteicos. Dichos genes codifican enzimas involucradas en las funciones de mantenimiento necesarias para el mantenimiento celular, incluida la replicación, reparación y expresión del ADN, así como enzimas involucradas en el metabolismo central. Por el contrario, existen otros operones procariotas que se expresan solo cuando es necesario y están regulados por represores, activadores e inductores.

Los operones procarióticos se controlan habitualmente mediante la unión de represores a las regiones operadoras, lo que evita la transcripción de los genes estructurales. Dichos operones se clasifican como operones reprimiblesu operones inducibles. Operones represibles, como el triptófano (trp) operón, normalmente contienen genes que codifican las enzimas necesarias para una ruta biosintética. Mientras el producto de la ruta, como el triptófano, continúe siendo requerido por la célula, se seguirá expresando un operón reprimible. Sin embargo, cuando el producto de la vía biosintética comienza a acumularse en la célula, eliminando la necesidad de que la célula continúe produciendo más, se reprime la expresión del operón. En cambio, operones inducibles, como el laca operón de E. coli, a menudo contienen genes que codifican enzimas en una vía involucrada en el metabolismo de un sustrato específico como la lactosa. Estas enzimas solo son necesarias cuando ese sustrato está disponible, por lo que la expresión de los operones se induce típicamente solo en presencia del sustrato.

El operón trp: un operón represible

E. coli puede sintetizar triptófano usando enzimas que están codificadas por cinco genes estructurales ubicados uno al lado del otro en el trp operón (Figura 13.2). Cuando el triptófano ambiental es bajo, el operón se enciende. Esto significa que se inicia la transcripción, se expresan los genes y se sintetiza el triptófano. Sin embargo, si el triptófano está presente en el medio ambiente, el trp operón está apagado. La transcripción no ocurre y el triptófano no se sintetiza.

Cuando el triptófano no está presente en la célula, el represor por sí solo no se une al operador, por lo tanto, el operón está activo y se sintetiza triptófano. Sin embargo, cuando el triptófano se acumula en la célula, dos moléculas de triptófano se unen al trp molécula represora, que cambia de forma, lo que le permite unirse a la trp operador. Esta unión de la forma activa del trp el represor del operador bloquea la ARN polimerasa para que no transcriba los genes estructurales, deteniendo la expresión del operón. Por tanto, el producto real de la vía biosintética controlada por el operón regula la expresión del operón.

Figura 13.2 El operón Trp. Los cinco genes estructurales necesarios para sintetizar triptófano en E. coli están ubicados uno al lado del otro en el trp operón. Cuando no hay triptófano, la proteína represora no se une al operador y los genes se transcriben. Cuando el triptófano es abundante, el triptófano se une a la proteína represora en la secuencia del operador. Esto bloquea físicamente que la ARN polimerasa transcriba los genes de biosíntesis de triptófano.

El operón Lac: un operón inducible

los laca operón es un ejemplo de un operón inducible que también está sujeto a activación en ausencia de glucosa. los laca operón codifica tres genes estructurales, lacZ, lacY, y laca, necesario para adquirir y procesar el disacárido lactosa del medio ambiente (Fig. 13.3A).

Figura 13.3 Actividad biológica del operón lac. (A) Representación esquemática del laca operón en E. coli. El operón lac tiene tres genes estructurales, lacZ, lacY y lacA que codifican β-galactosidasa, permeasa y galactósido acetiltransferasa, respectivamente. El promotor (pag) y operador (o) Se muestran las secuencias que controlan la expresión del operón. Aguas arriba del laca operón es el laca gen represor, lacI, controlado por el lacI promotorpag). (B) Muestra la inhibición del represor lac de la expresión del gen del operón lac en ausencia de lactosa. los laca El represor se une a la secuencia del operador del operón y previene la enzima ARN polimerasa que se une al promotor. (pag) de iniciar la transcripción. (C) En presencia de lactosa, parte de la lactosa se convierte en alolactosa, que se une e inhibe la actividad de la lactosa. laca represor. los laca El complejo represor-alolactosa no puede unirse a la región operadora del operón, liberando la ARN polimerasa y provocando el inicio de la transcripción. Expresión de la laca Los genes del operón permiten la descomposición y utilización de la lactosa como fuente de alimento dentro del organismo.

los lacZ El gen codifica la enzima β-galactosidasa (β-gal) responsable de la hidrólisis de la lactosa en azúcares simples glucosa y galactosa (fig. 13.4A). La enzima β-gal también puede mediar en la degradación del sustrato alternativo 5-bromo-4-cloro-3-indolil-β-D-galactopiranósido (Xgal) (figura 13.4B). El producto de degradación, 5-bromo-4-cloro-3-hidroxiindol & # 8211 1, se dimeriza espontáneamente para formar el producto azul intensamente azul, 5,5 & # 8242-dibromo-4,4 & # 8242-dichloro-indigo & # 8211 2. Por lo tanto, Xgal ha sido una valiosa herramienta de investigación, no solo en el estudio de la actividad enzimática de β-gal, sino también en el desarrollo del sistema de clonación de ADN azul-blanco comúnmente utilizado que utiliza la enzima β-gal como marcador en experimentos de clonación molecular.

El operón lac contiene dos genes más, además de lacZ (Figura 13.3A). los de encaje gen codifica una permeasa que aumenta la absorción de lactosa en la célula y laca codifica una enzima galactósido acetiltransferasa (GAT). La función exacta de GAT durante el metabolismo de la lactosa no se ha dilucidado de manera concluyente, pero se cree que la acetilación juega un papel en el transporte de los azúcares modificados.

Figura 13.4 Reacciones controladas por la expresión del operón Lac. (A) La expresión de la enzima β-galactosidasa permite la descomposición de la lactosa en azúcares simples, glucosa y galactosa para E. coli para utilizar como recurso alimenticio. (B) La enzima β-galactosidasa también media en la descomposición del sustrato no nativo 5-bromo-4-cloro-3-indolil-β-D-galactopiranósido (Xgal). Producto de degradación (1) 5-bromo-4-cloro-3-hidroxiindol se dimeriza rápidamente en el producto intensamente azul (2) 5,5 & # 8242-dibromo-4,4 & # 8242-dicloro-índigo lo que lo convierte en una herramienta útil para biología. (C) β-DEl -1-tiogalactopiranósido (IPTG) puede servir como inductor no nativo del operón lac. Imita la estructura de la lactosa y se une al Lac Repressor.

Para el laca operón para ser expresado, la lactosa debe estar presente. Esto tiene sentido para la célula porque sería un derroche energético crear las enzimas para procesar la lactosa si la lactosa no estuviera disponible.

En ausencia de lactosa, la lacI gen se expresa constitutivamente, expresando el laca proteína represora (Fig. 13.3 B). El represor lac se une a una región del operador del laca operón y evita físicamente que la ARN polimerasa transcriba los genes estructurales (Fig. 13.3 B). Sin embargo, cuando hay lactosa, la lactosa dentro de la célula se convierte en alolactosa. La alolactosa sirve como inductor molécula, que se une a la represor y cambiar su forma para que ya no pueda unirse al ADN del operador (Fig. 13.3 C). La eliminación del represor en presencia de lactosa permite Polimerasa de ARN para moverse a través de la región del operador y comenzar la transcripción de la laca genes estructurales. Además de la lactosa, los experimentos de laboratorio han revelado que el compuesto no natural Isopropil β-D-1-tiogalactopiranósido (IPTG) también puede unirse con el laca represor y causar la expresión de laca operón (Figura 13.4 C). Al igual que Xgal, este compuesto también se ha utilizado como herramienta de investigación para la clonación molecular.

El Lac Operon: Activación por la proteína activadora de catabolitos

Las bacterias suelen tener la capacidad de utilizar una variedad de sustratos como fuentes de carbono. Sin embargo, debido a que la glucosa suele ser preferible a otros sustratos, las bacterias tienen mecanismos para garantizar que los sustratos alternativos solo se utilicen cuando se haya agotado la glucosa. Además, las bacterias tienen mecanismos para asegurar que los genes que codifican enzimas para el uso de sustratos alternativos se expresen solo cuando el sustrato alternativo está disponible. En la década de 1940, Jacques Monod fue el primero en demostrar la preferencia por ciertos sustratos sobre otros a través de sus estudios de E. coliCrecimiento cuando se cultiva en presencia de dos sustratos diferentes simultáneamente. Dichos estudios generaron curvas de crecimiento diauxico, como la que se muestra en la Figura 13.5. Aunque el sustrato preferido glucosa se usa primero, E. coli crece rápidamente y las enzimas para el metabolismo de la lactosa están ausentes. Sin embargo, una vez que se agotan los niveles de glucosa, las tasas de crecimiento disminuyen, lo que induce la expresión de las enzimas necesarias para el metabolismo del segundo sustrato, la lactosa. Observe cómo la tasa de crecimiento de la lactosa es más lenta, como lo indica la menor inclinación de la curva de crecimiento.

Figura 13.5. Utilización de glucosa en E. coli.Cuando se cultiva en presencia de dos sustratos, E. coli utiliza el sustrato preferido (en este caso glucosa) hasta que se agota. Luego, se expresan las enzimas necesarias para el metabolismo del segundo sustrato y se reanuda el crecimiento, aunque a un ritmo más lento.

La capacidad de cambiar del uso de glucosa a otro sustrato como la lactosa es una consecuencia de la actividad de una enzima llamada Enzima IIA (EIIA). Cuando los niveles de glucosa caen, las células producen menos ATP por catabolismo y el EIIA se fosforila. El EIIA fosforilado activa la adenilil ciclasa, una enzima que convierte parte del ATP restante en AMP cíclico (cAMP), un derivado cíclico de AMP e importante molécula de señalización involucrada en el metabolismo de la glucosa y la energía en E. coli (Figura 13.6). Como resultado, los niveles de cAMP comienzan a aumentar en la célula. Este es un indicador para la célula, que los niveles generales de energía son bajos y que el ATP se está agotando.

Figura 13.6. Conversión de ATP en cAMP. Cuando los niveles de ATP disminuyen debido al agotamiento de la glucosa, algo de ATP restante se convierte en cAMP por la adenilil ciclasa. Por tanto, el aumento de los niveles de AMPc indica el agotamiento de la glucosa.

los laca El operón también juega un papel en este cambio de usar glucosa a usar lactosa. Cuando la glucosa es escasa, el cAMP acumulado causado por el aumento de la actividad de la adenilil ciclasa se une a proteína activadora de catabolitos (CAP), también conocido como Proteína receptora de AMPc (CRP). El complejo se une a la región promotora del laca operón (Figura 13.7). En las regiones reguladoras de estos operones, un sitio de unión de CAP se encuentra aguas arriba del sitio de unión de la ARN polimerasa en el promotor. La unión del complejo CAP-cAMP a este sitio aumenta la capacidad de unión de la ARN polimerasa a la región promotora para iniciar la transcripción de los genes estructurales. Así, en el caso de la laca operón, para que se produzca la transcripción, la lactosa debe estar presente (eliminando la proteína represora lac) y los niveles de glucosa deben agotarse (permitiendo la unión de una proteína activadora). Cuando los niveles de glucosa son altos, hay una represión catabólica de los operones que codifican las enzimas para el metabolismo de sustratos alternativos. Debido a los bajos niveles de AMPc en estas condiciones, hay una cantidad insuficiente del complejo CAP-AMPc para activar la transcripción de estos operones.

Figura 13.7 Efecto de CAP en el Laca Operón. (a) En presencia de cAMP, CAP se une a los promotores de operones, como el laca operón, que codifica genes para enzimas para el uso de sustratos alternativos. (b) Para el laca operón para ser expresado, debe haber activación por cAMP-CAP así como eliminación del represor lac del operador.

Respuestas globales de los procariotas

En los procariotas, también hay varios niveles más altos de regulación génica que tienen la capacidad de controlar la transcripción de muchos operones relacionados simultáneamente en respuesta a una señal ambiental. Un grupo de operones todos controlados simultáneamente se llama regulon.

Alarmas

Al sentir un estrés inminente, los procariotas alteran la expresión de una amplia variedad de operones para responder en coordinación.Lo hacen a través de la producción de alarmas, que son pequeños derivados de nucleótidos intracelulares, como el pentafosfato de guanosina (pppGpp) (fig. 13.8).

Figura 13.8 Estructura del pentafosfato de guanosina (pppGpp)

Las alarmas cambian qué genes se expresan y estimulan la expresión de genes específicos de respuesta al estrés. Por ejemplo, la señalización de pppGpp está involucrada en la respuesta estricta de las bacterias, provocando la inhibición de la síntesis de ARN cuando hay escasez de aminoácidos presentes. Esto hace que la traducción disminuya y, por tanto, se conserven los aminoácidos presentes. Además, pppGpp provoca la regulación positiva de muchos otros genes implicados en la respuesta al estrés, como los genes para la captación de aminoácidos (de los medios circundantes) y la biosíntesis.

El uso de alarmonas para alterar la expresión génica en respuesta al estrés también parece ser importante en bacterias patógenas. Al encontrarse con los mecanismos de defensa del huésped y otras condiciones adversas durante la infección, muchos operones que codifican genes de virulencia se regulan positivamente en respuesta a la señalización de alarmone. El conocimiento de estas respuestas es clave para poder comprender completamente el proceso de infección de muchos patógenos y para el desarrollo de terapias para contrarrestar este proceso.

La detección de quórum

La detección de quórum (QS) es un mecanismo de comunicación intercelular de las bacterias que se utiliza para coordinar las actividades de las células individuales en el nivel de la población en respuesta al entorno mediante la producción y percepción de moléculas de señal difusibles como las acil homoerinas lactonas o pequeños péptidos singularizadores (fig. 13.9). La sintasa de señal, el receptor de señal y las moléculas de señal son tres elementos esenciales de la maquinaria básica del circuito QS (fig. 13.9). Los genes que codifican proteínas generadoras de señales también se incluyen entre los genes diana de QS. Esto forma un bucle de retroalimentación de autoinducción para modular la generación de moléculas señal. Varios comportamientos bacterianos, incluida la expresión de factores de virulencia, la producción de metabolitos secundarios, la formación de biopelículas, la motilidad y la luminiscencia, están regulados por QS. A través de complejas redes reguladoras, las bacterias son capaces de expresar los genes correspondientes de acuerdo con el tamaño de su propia población y de comportarse de manera coordinada.

Figura 13.9 Ejemplos de vías de detección de quórum. (Panel izquierdo) Mecanismo de detección de quórum gramnegativo típico. Las moléculas de acil homoserina lactona, sintetizadas por LuxI, atraviesan pasivamente la membrana celular bacteriana y cuando se alcanza una concentración suficiente (nivel umbral) activan el LuxR intracelular que posteriormente activa la expresión del gen diana de forma coordinada. Tenga en cuenta que se muestra una sola celda para simplificar. Sin embargo, las acil homoserina lactonas se difundirán comúnmente y se dirigirán a las células vecinas dentro de la colonia para mediar una respuesta comunal o poblacional dentro de la colonia bacteriana. (Panel derecho) Los ribosomas bacterianos sintetizan péptidos sensores de quórum como proteínas pro-peptídicas y experimentan modificaciones postraduccionales durante la excreción por transporte activo. Los péptidos sensores de quórum se unen a receptores asociados a la membrana que se autofosforilan y activan los reguladores de la respuesta intracelular a través de la transferencia de fósforo. Estos reguladores de respuesta fosforilados inducen un aumento de la expresión del gen diana.

Por ejemplo, algunas especies microbianas, como Staphylococcus aureus, pueden encerrar su comunidad dentro de una matriz autoproducida de sustancias poliméricas extracelulares hidratadas que incluyen polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos y moléculas de lípidos. Estos revestimientos se conocen como biopelículas. La formación del biopelícula en superficies sólidas es un proceso escalonado que comprende varias etapas (figura 13.10). Se inicia con el acondicionamiento de la superficie mediante el recubrimiento con macromoléculas del entorno acuoso, lo que permite la adhesión inicial reversible de los microorganismos. El siguiente paso es la formación de uniones más fuertes e irreversibles a la superficie, seguida de la proliferación y agregación de microorganismos en grupos multicelulares y multicapa, que producen activamente matriz extracelular. Algunas células de las biopelículas maduras se desprenden y separan continuamente de los agregados, lo que representa una fuente continua de bacterias planctónicas que posteriormente pueden propagarse y formar nuevas microcolonias.

Figura 13.10 Dibujo esquemático de la formación de biopelículas.

Las biopelículas son una causa común de infecciones crónicas, nosocomiales y relacionadas con dispositivos médicos, debido a que pueden desarrollarse tanto en tejido vital o necrótico como en superficies inertes de diferentes materiales implantados. Además, las biopelículas están relacionadas con un alto nivel de resistencia a los antimicrobianos, los frecuentes fracasos de los tratamientos y el aumento de la morbilidad y la mortalidad. Como consecuencia, las infecciones por biopelículas y las enfermedades que las acompañan se han convertido en un problema de salud importante y un serio desafío tanto para la medicina como para la farmacia modernas. La estimación aproximada muestra que más del 60% de las infecciones asociadas al hospital son atribuibles a las biopelículas formadas en los dispositivos médicos permanentes, que resultan en más de un millón de casos de pacientes infectados al año y más de $ 1 mil millones en costos de hospitalización por año en los EE. UU. .

Las infecciones por biofilm comparten algunas características comunes: desarrollo lento en uno o más puntos calientes, manifestación clínica tardía, persistencia durante meses o años, generalmente con períodos intercambiables de exacerbaciones agudas y ausencia de síntomas clínicos. Aunque son menos agresivas que las infecciones agudas, su tratamiento es un desafío en mayor medida. La razón principal de lo anterior es una disminución de hasta 1000 veces en la susceptibilidad de las biopelículas a los agentes antimicrobianos y desinfectantes, así como la resistencia a la respuesta inmune del huésped. Por lo tanto, se buscan formas de reducir o inhibir la formación de biopelículas. La mayoría de los métodos de control de biopelículas propuestos se centran en: (i) la prevención y minimización de la formación de biopelículas mediante la selección y modificaciones de la superficie de los materiales antiadherentes (ii) las técnicas de desbridamiento que incluyen procedimientos quirúrgicos y de ultrasonido (iii) la interrupción de la señalización QS de la biopelícula o (iv) lograr la penetración y el suministro adecuados del fármaco a las biopelículas formadas mediante el uso de un campo electromagnético, ondas de ultrasonido, activación fotodinámica o sistemas de suministro de fármacos específicos.

Factores σ alternativos

Dado que la subunidad σ de la ARN polimerasa bacteriana confiere especificidad en cuanto a qué promotores deben transcribirse, alterando la factor σ es otra forma en que las bacterias pueden cambiar rápida y globalmente los regulones que se transcriben en un momento dado. El factor σ reconoce secuencias dentro de una bacteria. promotor, por lo que diferentes factores σ reconocerán cada uno secuencias promotoras ligeramente diferentes. De esta manera, cuando la célula detecta condiciones ambientales específicas, puede responder cambiando el factor σ que expresa, degradando el anterior y produciendo uno nuevo para transcribir los operones que codifican genes cuyos productos serán útiles bajo la nueva condición ambiental. Por ejemplo, en bacterias esporulantes del género Bacilo y Clostridium (que incluyen muchos patógenos), un grupo de factores σ controla la expresión de los muchos genes necesarios para la esporulación en respuesta a las señales estimulantes de la esporulación.

Atenuación procariota y riboswitches

Aunque la mayor parte de la expresión génica está regulada al nivel de inicio de la transcripción en procariotas, también existen mecanismos para controlar tanto la finalización de la transcripción como la traducción al mismo tiempo. Desde su descubrimiento, se ha demostrado que estos mecanismos controlan la finalización de la transcripción y traducción de muchos operones procariotas. Debido a que estos mecanismos vinculan la regulación de la transcripción y la traducción directamente, son específicos de los procariotas, porque estos procesos están separados físicamente en los eucariotas.

Uno de esos sistemas regulatorios es atenuación, donde secundaria estructuras de tallo-bucle formado dentro del extremo 5 'de un ARNm que se transcribe determinar si se producirá la transcripción para completar la síntesis de este ARNm y si este ARNm se utilizará para la traducción. Más allá del mecanismo de represión transcripcional ya discutido, la atenuación también controla la expresión de la trp operón en E. coli (Figura 13.11). los trp La región reguladora del operón contiene una secuencia líder llamada trpL entre el operador y el primer gen estructural, que tiene cuatro tramos de ARN que pueden emparejarse entre sí en diferentes combinaciones. Cuando se forma un tallo-bucle terminador, la transcripción termina, liberando ARN polimerasa del ARNm. Sin embargo, cuando se forma un tallo-loop antiterminador, esto previene la formación del terminador tallo-loop, por lo que la ARN polimerasa puede transcribir los genes estructurales.

Figura 13.11. Atenuación de la transcripción y la traducción. Cuando el triptófano es abundante, la traducción del péptido líder corto codificado por trpL prosigue, el bucle terminador entre las regiones 3 y 4 se forma, y ​​termina la transcripción. Cuando los niveles de triptófano se agotan, la traducción del péptido líder corto se detiene en la región 1, lo que permite que las regiones 2 y 3 formen un bucle antiterminador, y la ARN polimerasa puede transcribir los genes estructurales de la trp operón.

Un mecanismo relacionado de regulación concurrente de la transcripción y traducción en procariotas es el uso de un riboswitch, una pequeña región de ARN no codificante que se encuentra dentro del extremo 5 'de algunas moléculas de ARNm procariotas (Figura 13.12). Un riboswitch puede unirse a una pequeña molécula intracelular para estabilizar ciertas estructuras secundarias de la molécula de ARNm. La unión de la molécula pequeña determina qué estructura de tallo-bucle se forma, lo que influye en la finalización de la síntesis de ARNm y la síntesis de proteínas.

Figura 13.12. Forma y función de Riboswitch. Los ribosconmutadores que se encuentran dentro de las moléculas de ARNm procarióticas pueden unirse a pequeñas moléculas intracelulares, estabilizando ciertas estructuras de ARN, lo que influye en la finalización de la síntesis de la propia molécula de ARNm (izquierda) o en la proteína elaborada con ese ARNm (derecha).

13.2 Regulación de genes eucariotas

Como se vio en el Capítulo 10, el inicio de la transcripción requiere el ensamblaje de una multitud de factores de transcripción (TF) localizados en la región promotora. La transcripción también puede utilizar interacciones de gran alcance de potenciadores, que se unen en un sitio de ADN distante y giran hacia atrás para estabilizar la ARN polimerasa en el promotor. El control del inicio de la transcripción depende de la activación del factor TF, la unión del TF con secuencias de reconocimiento de ADN específicas y la remodelación de la cromatina.

Activación del factor de transcripción (TF)

Muchos TF se expresan dentro de las células y se mantienen en una conformación inactiva hasta que el estímulo ambiental correcto está presente dentro de la célula. Las vías de señalización celular pueden causar modificaciones de proteínas postraduccionales que conducen a la activación de TF o pequeñas moléculas pueden unirse físicamente y modificar alostéricamente la estructura de la proteína para mediar la activación. Aquí usaremos ejemplos de la cascada de señalización del ciclo celular y las vías del receptor de hormonas esteroides para resaltar algunos mecanismos de activación de TF. Un elemento clave para extraer de esta sección es que la activación del factor de transcripción es a menudo muy pleiotrópica y tiene muchos efectos celulares. Dependiendo del tipo de célula y las condiciones ambientales, se pueden activar o desactivar diferentes combinaciones de genes diana aguas abajo. Separar estas complejidades y los efectos fisiológicos que tienen dentro de un organismo es un objetivo importante de la investigación en curso.

Regulación del ciclo celular por p53

p53 es una de las proteínas más estudiadas en la ciencia. Hasta la fecha, más de 68,000 artículos aparecen en PubMed que contienen p53 o TP53 en el título y / o resumen. Originalmente descrito como un oncogén (desde que se caracterizó por primera vez una forma mutada y funcionalmente alterada de la proteína), p53 ahora se reconoce como el supresor de tumores inactivado con mayor frecuencia en los cánceres humanos. Es un factor de transcripción que controla la expresión de genes y miARN que afectan muchos procesos celulares importantes, como la proliferación, la reparación del ADN, la muerte celular programada (apoptosis), la autofagia, el metabolismo y la migración celular (fig. 13.13). Muchos de esos procesos son fundamentales para una variedad de patologías y afecciones humanas que se extienden más allá del cáncer, incluidas la isquemia, las enfermedades neurodegenerativas, la renovación de células madre, el envejecimiento y la fertilidad. En particular, p53 también tiene funciones no transcripcionales, que van desde la actividad nucleasa intrínseca hasta la activación de Bak mitocondrial (asesino antagonista homólogo de Bcl-2) y la apoptosis independiente de caspasa.

Como factor de transcripción, p53 responde a diversas agresiones genotóxicas y tensiones celulares (p. Ej., Daño del ADN o activación de oncogenes) induciendo o reprimiendo la expresión de más de cien genes diferentes. La regulación transcripcional de p53 juega un papel dominante al provocar la detención de las células dañadas, facilitar su reparación y supervivencia, o inducir la muerte celular cuando el ADN se daña irreparablemente. p53 también puede hacer que las células se detengan permanentemente en el crecimiento, y hay en vivo evidencia de que estas células "senescentes" secretan factores que mejoran su eliminación por parte del sistema inmunológico, lo que lleva a la regresión del tumor. A través de estos mecanismos, p53 ayuda a mantener la estabilidad genómica dentro de un organismo, lo que justifica su apodo de "guardián del genoma". Otras dianas del gen p53 están involucradas en la inhibición de la angiogénesis, migración, metástasis y otros procesos importantes de las células tumorales (como la reprogramación metabólica) que normalmente promueven la formación y progresión de tumores.

Figura 13.13. El estrés celular conduce a la activación transcripcional de p53 de los objetivos posteriores. Normalmente, los niveles de p53 se mantienen bajos por su principal antagonista, Mdm2, una ligasa de ubiquitina E3 que es en sí misma un objetivo transcripcional de p53. Las señales de estrés, como el daño del ADN, la activación de oncogenes y la hipoxia, promueven la estabilidad y la actividad de p53 al inducir modificaciones postraduccionales (PTM) y tetramerización de p53. p53 funciona como un factor de transcripción que se une a elementos de respuesta de p53 específicos corriente arriba de sus genes diana. p53 afecta muchos procesos celulares importantes relacionados con la supresión de tumores, incluida la inducción (verde) de la senescencia, la apoptosis y la reparación del ADN, así como la inhibición (rojo) del metabolismo, la angiogénesis y la migración celular. Estas funciones están mediadas en gran medida por la regulación transcripcional de sus objetivos (se dan ejemplos).

La función de la proteína p53 se regula postraduccionalmente mediante la interacción coordinada con proteínas de señalización, incluidas las proteínas quinasas, acetiltransferasas, metiltransferencias y enzimas modificadoras de tipo ubiquitina (figura 13.14). La mayoría de los sitios de modificación covalente ocurren en motivos de acoplamiento de péptidos lineales intrínsecamente no estructurados que flanquean el dominio de unión al ADN de p53 que desempeña un papel en el anclaje o en la activación alostérica de las enzimas que median la modificación covalente de p53. En las células no dañadas, la proteína p53 tiene una vida media relativamente corta y es degradada por una vía dependiente de ubiquitina-proteasoma a través de la acción de las ligasas de ubiquitina E3, como MDM2 (fig. 13.13). Después del estrés, p53 se fosforila en múltiples residuos, modificando así sus funciones bioquímicas necesarias para aumentar la actividad como factor de transcripción. Las modificaciones postraduccionales ayudan a estabilizar la formación del tetrámero de la proteína y mejoran la translocación de la proteína del citoplasma al núcleo. La forma tetramérica de p53 es funcional para unirse al ADN de una manera específica de secuencia y activar o reprimir la transcripción, dependiendo de la secuencia diana. Algunas modificaciones postraduccionales, como la acetilación, dependen del ADN y pueden desempeñar un papel en la remodelación de la cromatina y la activación de la expresión del gen diana de p53.

Figura 13.14 Sitios de modificación postraduccional en p53. Representación esquemática de la estructura del dominio de 393 aminoácidos de p53 humano que muestra los sitios de modificación postraduccional que incluyen fosforilación, acetilación, ubiquitinación, metilación, neddyilación y sumoilación. Abreviaturas: dominio de transactivación N-terminal (TAD) dominio rico en prolina (PRD) dominio de tetramerización (TET) dominio regulador C-terminal (REG) arginina (R) lisina (K) serina (S) treonina (T).

Cabe señalar que las mutaciones de un solo punto que modifican la capacidad de la proteína para fosforilarse en una posición, normalmente no muestran una disminución en la estabilización o activación de la proteína después de un evento de daño o estrés. Por lo tanto, es probable que múltiples modificaciones permitan la redundancia dentro de esta vía y aseguren la activación de la proteína después de un evento de estrés. Además, el entorno dentro de la célula puede conducir a diferentes fenotipos de p53, como la activación de procesos de detención del crecimiento y reparación del ADN (es decir, si no hay mucho daño) o puede conducir a la activación de apoptosis o vías de muerte celular programadas. (es decir, si el daño es demasiado extenso para ser reparado).

Receptores de hormonas esteroides

Receptores de hormonas esteroides (SHR) pertenecen a la superfamilia de receptores nucleares (NR),que son una de las clases esenciales de factores transcripcionales. Los NR desempeñan un papel fundamental en todos los aspectos del desarrollo, el metabolismo y la fisiología humanos. Dado que generalmente actúan como factores de transcripción activados por ligandos, son un componente esencial de la señalización celular. Los NR forman una familia antigua y conservada que surgió temprano en el linaje de los metazoos. La evolución molecular de NR se caracteriza por eventos importantes de duplicación de genes y pérdidas de genes. El análisis filogenético reveló una clara separación de los dominios de unión al ligando NR (LBD) en 4 ramas monofiléticas, el grupo similar al receptor de hormonas esteroides, el grupo de receptores similares a la hormona tiroidea, el grupo de receptores similares a los retinoides X y al factor esteroidogénico y el nervio grupo de receptores de tipo factor de crecimiento / HNF4 (Fig. 13.15).

Figura 13.15 Árbol filogenético de los receptores nucleares y dominio de unión al ligando # 8217. Son visibles cuatro ramas monofiléticas distintas. Esas ramas monofiléticas se dividen en subcategorías. Los árboles filogenéticos separan con confianza el grupo de receptores similares a las hormonas esteroides (rama de color verde), el grupo de receptores similares a los retinoides X y al factor esteroidogénico (rama de color naranja), el grupo de receptores similares a las hormonas tiroideas (rama de color azul) y el crecimiento del nervio grupo de receptores de factor 4 nuclear de tipo factor / hepatocito (rama de color amarillo).

Aquí nos centraremos en la rama de receptores similares a hormonas esteroides (SHR). Los SHR juegan un papel clave en muchos procesos fisiológicos importantes como el desarrollo de órganos, la homeostasis de los metabolitos y la respuesta a estímulos externos. El receptor de estrógeno se presenta en dos formas principales, ERα y ERβ. Otros miembros de este subgrupo incluyen el receptor de glucocorticoides de unión a cortisol (GR), el receptor de mineralocorticoides de unión a aldosterona (MR), el receptor de progesterona (PR) y el receptor de andrógenos de unión a dihidrotestosterona (DHT) (AR) (fig. 13.16).

Figura 13.16 Descripción general de la familia de receptores de hormonas esteroides (SHR). A. Árbol filogenético de la familia de receptores de hormonas esteroides (SHR) que muestra las interrelaciones evolutivas y la distancia entre los distintos receptores. Basado en alineaciones disponibles en The NucleaRDB [Horn et al., 2001]. B. Todos los receptores de esteroides están compuestos por un dominio N-terminal variable (A / B) que contiene la región de transactivación AF-1, un dominio de unión al ADN (DBD) altamente conservado, una región de bisagra flexible (D) y un ligando de unión C-terminal Dominio (LBD, E) que contiene la región de transactivación de AF-2. El receptor de estrógeno α es único porque contiene un dominio F C-terminal adicional. Los números representan la longitud del receptor en aminoácidos.

Los miembros de la familia de receptores de hormonas esteroides comparten una arquitectura modular similar, que consta de varios dominios funcionales independientes (fig. 13.16B). El más conservado es el dominio de unión al ADN (DBD) de ubicación central que contiene los motivos característicos de dedos de zinc. A la DBD le sigue una región de bisagra flexible y un dominio de unión a ligando (LBD) moderadamente conservado, ubicado en el extremo carboxi-terminal del receptor. El receptor de estrógeno α es único porque contiene un dominio F adicional cuya función exacta no está clara. El LBD se compone de doce α-hélices (H1-H12) que juntas se pliegan en un sándwich α-helicoidal canónico. Además de su capacidad de unión a ligando, el LBD también juega un papel importante en la translocación nuclear, unión de chaperona, dimerización del receptor y reclutamiento de corregulador a través de su potente dominio de transactivación dependiente de ligando, denominado AF-2. Un segundo dominio de transactivación, independiente del ligando, se encuentra en la parte N-terminal más variable del receptor, designada como AF-1. Hasta la fecha, no existe una estructura cristalina de un SHR de longitud completa, aunque están disponibles las estructuras de las regiones DBD y LBD de la mayoría de los SHR. Estos han ayudado significativamente a comprender los aspectos moleculares de la unión del ADN y el ligando, pero hasta cierto punto también han llevado a una atención sesgada a estas partes del receptor únicamente. Por ejemplo, muchos estudios de interacción de correguladores todavía se realizan solo con el LBD, mientras que numerosos estudios han demostrado que el dominio AF-2 a menudo cuenta solo una parte de la historia. Sin embargo, con la ayuda de técnicas biofísicas, es factible estudiar el receptor de longitud completa en su entorno nativo (Figura 13.16).

La mayoría de los SHR permanecen en el citoplasma de la célula hasta que se unen al esteroide apropiado (fig. 13.17). La unión de esteroides causa la dimerización de los SHR y la localización en el núcleo celular, donde los SHR interactúan con el ADN en motivos específicos de secuencia conocidos como Elementos de Respuesta Hormonal (HRE) (Fig. 13.17, Paso 5). Muchos SHR también pueden interactuar con receptores unidos a la membrana y afectar las vías de señalización celular, además de la activación de la expresión génica (fig. 13.17, paso 6).

Figura 13.17 Los receptores de hormonas esteroides (SHR) actúan como factores de transcripción nuclear dependientes de hormonas. Al entrar en la célula por difusión pasiva, la hormona (H) se une al receptor, que posteriormente se libera de las proteínas de choque térmico y se traslada al núcleo. Allí, el receptor se dimeriza, se une a secuencias específicas en el ADN, llamadas elementos sensibles a hormonas o HRE, y recluta varios correguladores que facilitan la transcripción de genes.

Las hormonas esteroides, como los estrógenos, llegan a sus células diana a través de la sangre, donde se unen a las proteínas transportadoras. Los estrógenos naturales incluyen estradiol, estrona, estriol y estretrol y difieren principalmente en estructura según la presencia de grupos hidroxilo (fig. 13.18). El estradiol es el estrógeno predominante durante los años reproductivos tanto en términos de niveles séricos absolutos como en términos de actividad estrogénica. Durante la menopausia, la estrona es el estrógeno circulante predominante y durante el embarazo el estriol es el estrógeno circulante predominante en términos de niveles séricos. Otro tipo de estrógeno llamado estetrol (E4) también se produce predominantemente durante el embarazo (fig. 13.18). Los estrógenos funcionan en muchos procesos fisiológicos, incluida la regulación del ciclo menstrual y la reproducción, el mantenimiento de la densidad ósea, la función cerebral, la movilización del colesterol, la maduración de los órganos reproductores durante el desarrollo y juegan un papel en el control de la inflamación.

Figura 13.18 Estrógenos naturales.

Debido a su naturaleza lipofílica, se cree que las hormonas esteroides, como el estrógeno, atraviesan la membrana celular por difusión simple, aunque existe alguna evidencia de que también pueden ser absorbidas activamente por endocitosis de hormonas unidas a proteínas transportadoras. Durante mucho tiempo se ha asumido que la unión del ligando da como resultado un simple interruptor de encendido / apagado del receptor (figura 13.17, paso 1). Si bien este es probablemente el caso de los agonistas típicos como el estrógeno y la progesterona, esto no siempre es correcto para los antagonistas de los receptores, utilizados en la terapia con medicamentos. Estos antagonistas vienen en dos tipos, los llamados antagonistas parciales (para los receptores de estrógeno conocidos como SERM para moduladores selectivos del receptor de estrógeno) y antagonistas completos. El antagonista parcial puede, dependiendo del tipo de célula, actuar como agonista o antagonista de SHR. Por el contrario, los antagonistas completos (para ER conocidos como SERD para reguladores a la baja del receptor de estrógeno selectivo) siempre inhiben el receptor, independientemente del tipo de célula, en parte dirigiéndose al receptor para su degradación. La unión de cualquier tipo de antagonista da como resultado cambios conformacionales importantes dentro del LBD y la liberación de proteínas de choque térmico que hasta ahora habían protegido al receptor no unido del desplegamiento y agregación (Fig. 13.17 paso 2).

Reconocimiento del factor de transcripción (TF) y unión al ADN

TF controla la expresión génica uniéndose a su sitio de ADN diana para reclutar, o bloquear, la maquinaria de transcripción en la región promotora del gen de interés. Su función se basa en la capacidad de encontrar su sitio de destino de forma rápida y selectiva. En las células vivas, los TF están presentes en concentraciones nM y se unen al sitio diana con afinidad comparable, pero también se unen a cualquier secuencia de ADN (unión no específica), lo que da como resultado millones de sitios competidores de baja afinidad (es decir, & gt10 -6 M). La unión inespecífica facilita la búsqueda del sitio objetivo mediante tres mecanismos principales (fig. 13.19). Uno de los escenarios principales implica un mecanismo de 'deslizamiento', en el que la proteína se mueve desde su sitio inicial no específico a su sitio objetivo real deslizándose a lo largo del ADN (también conocido como deslizamiento unidimensional (1D)) (Fig. 13.19 ). Cuando el TF comienza a moverse y desplazar contraiones de la cadena principal de fosfato, el mismo número de contraiones se une al sitio dejado libre por la proteína. La velocidad de deslizamiento también depende del radio hidrodinámico de la proteína; el movimiento de rotación requerido sobre la columna vertebral del ADN es mayor para las proteínas más grandes, que tienden a deslizarse lentamente. El segundo escenario es un mecanismo de "salto", en el que un TF podría saltar de un sitio a otro en el espacio 3D al disociarse de su sitio original y, posteriormente, unirse al nuevo sitio. Esto puede suceder dentro de la misma cadena y la reasociación se produce junto al antiguo sitio disociado. Un tercer mecanismo de búsqueda se describe como "transferencia intersegmental". En este escenario, la proteína se mueve entre dos sitios a través de un "bucle" intermedio formado por el ADN y, posteriormente, se une a dos sitios de ADN diferentes. Este mecanismo es aplicable a los TF con dos sitios de unión al ADN. Las proteínas con dos sitios de unión al ADN pueden ocasionalmente unirse de manera no específica a dos lugares situados muy separados dentro de la hebra de ADN, que se ponen en estrecho contacto a través de la formación de estos bucles. Tales TF se transfieren a través de un punto de contacto cercano sin disociarse del ADN.

Figura 13.19 Mecanismos de reconocimiento proteína-ADN. Se muestran los tres principales mecanismos de reconocimiento de proteína-ADN. Cuando el factor de transcripción (anillo rosa) se mueve de un sitio a otro deslizándose a lo largo del ADN y se transfiere de un par de bases a otro sin disociarse del ADN, este mecanismo se denomina deslizamiento (arriba). El salto ocurre cuando el factor de transcripción se mueve en el ADN al disociarse de un sitio y volver a asociarse con otro sitio (centro). La transferencia intersegmental describe el mecanismo por el cual el factor de transcripción se transfiere a través de la flexión del ADN o la formación de un bucle de ADN, lo que hace que la proteína se una transitoriamente a ambos lados y luego se mueva de un sitio a otro (parte inferior).

Cada TF eucariota controla decenas a cientos de genes dispersos por todo el genoma, y ​​la expresión de cada gen necesita varios TF que se unen simultáneamente a sus sitios para formar el complejo de transcripción, un evento extremadamente raro en términos probabilísticos. Como resultado, el en vivo Los patrones de ocupación del sitio de los TF eucariotas son más complejos de lo que predijeron sus in vitro perfiles de unión específicos del sitio y no se correlacionan fuertemente con los niveles reales de expresión génica. Una característica interesante resaltada por el análisis del genoma es una acumulación de sitios de unión de TF potenciales en regiones que flanquean genes eucariotas. Se supone que tales grupos de sitios de reconocimiento degenerados son clave para el control de la transcripción y, por lo tanto, generalmente se clasifican como regiones reguladoras de genes (RR). Por ejemplo, la afinidad del Drosophila TF grabado en los RR de sus genes diana está fuertemente amplificado por tramos largos de repeticiones de consenso degeneradas que están presentes en tales regiones.

Modificación de histonas y remodelación de cromatina

La regulación de la transcripción implica reordenamientos dinámicos de la estructura de la cromatina. Recuerde que el ADN eucariótico forma complejos con octámeros de histonas, que están compuestos por dímeros de las histonas centrales H2A, H2B, H3 y H4. 147 bp de ADN se envuelven 1,65 veces alrededor de cada octamer formando nucleosomas, las unidades básicas de empaquetado de la cromatina. Los nucleosomas, conectados por ADN enlazador de longitud variable como "perlas en una cuerda", generan la estructura lineal de 11 nm. La histona enlazadora H1 se coloca en la parte superior del octámero de histonas del núcleo y permite una mayor compactación organizada del ADN en fibras de 30 nm transcripcionalmente inactivas.

Para comprender el papel de la cromatina en la regulación de la transcripción, es importante saber dónde se colocan los nucleosomas y cómo se logra el posicionamiento. Básicamente, hay cuatro grupos de actividades que cambian la estructura de la cromatina durante la transcripción: (1) modificaciones de histonas, (2) desalojo y reposicionamiento de histonas, (3) remodelación de cromatina e (4) intercambio de variantes de histonas. Los modificadores de histonas introducen modificaciones covalentes postraduccionales en las colas de histonas y, por lo tanto, cambian el contacto entre el ADN y las histonas. Estas modificaciones gobiernan el acceso de factores regulatorios. Los acompañantes de histonas ayudan al desalojo y al posicionamiento de las histonas. Una tercera clase de factores de reestructuración de la cromatina son los remodeladores de cromatina dependientes de ATP. Estos complejos de múltiples subunidades utilizan energía de la hidrólisis de ATP para diversas actividades de remodelación de la cromatina, incluido el deslizamiento de nucleosomas, el desplazamiento de nucleosomas y la incorporación e intercambio de variantes de histonas.

Las modificaciones postraduccionales (PTM) de las proteínas histonas son un mecanismo principal que controla la estructura de la cromatina. Se han descrito más de 20 tipos distintos de histonas PTM, entre las que las más abundantes son la acetilación y metilación de residuos de lisina. Las histonas PTM pueden depositarse y eliminarse de la cromatina mediante diferentes enzimas, conocidas como "escritores" y "borradores" de histonas PTM. Las histonas PTM ejercen sus efectos reguladores a través de dos mecanismos principales. En primer lugar, las PTM de histonas sirven como sitios de acoplamiento para varias proteínas nucleares, "lectores" de histonas PTM, que reconocen específicamente los residuos de histonas modificadas a través de sus dominios de unión a modificaciones. El reclutamiento de estas proteínas en loci genómicos específicos promueve procesos clave de la cromatina, como la regulación transcripcional y la reparación del daño del ADN. En segundo lugar, algunas PTM de histonas, como la acetilación, afectan directamente la estructura y compactación de orden superior de la cromatina, controlando así la accesibilidad de la cromatina a las maquinarias de proteínas como las que participan en la transcripción. La cromatina puede adoptar uno de los dos estados principales de manera intercambiable. Estos estados son heterocromatina y eucromatina. Heterocromatina es una forma compacta que es resistente a la unión de varias proteínas, como la maquinaria transcripcional. A diferencia de, eucromatina es una forma relajada de cromatina que está abierta a modificaciones y procesos de transcripción (fig. 13.20). La metilación de histonas promueve la formación de heterocromatina, mientras que la acetilación de histonas promueve la eucromatina.

Figura 13.20 Dibujo esquemático de la metilación y acetilación de histonas en relación con la remodelación de la cromatina. La adición de grupos metilo a las colas de las proteínas centrales de las histonas conduce a la metilación de las histonas, que a su vez conduce a la adopción de un estado condensado de cromatina llamado "heterocromatina". La heterocromatina bloquea la unión de la maquinaria de transcripción al ADN y da como resultado la represión transcripcional. La adición de grupos acetilo a los residuos de lisina en las colas N-terminales de las histonas provoca la acetilación de las histonas, lo que conduce a la adopción de un estado relajado de la cromatina llamado 'eucromatina'. En este estado, los factores de transcripción y otras proteínas pueden unirse a su ADN. sitios de unión y proceda con la transcripción activa.

La remodelación de la cromatina también puede ser un proceso dependiente de ATP e implica la expulsión de dímeros de histonas, la expulsión completa de nucleosomas, el deslizamiento de nucleosomas y el intercambio de variantes de histonas (fig. 13.21). Los complejos de remodelación de cromatina dependientes de ATP se unen a los núcleos de nucleosomas y al ADN circundante y, utilizando energía de la hidrólisis de A TP, interrumpen las interacciones ADN-histonas, deslizan o expulsan nucleosomas, alteran las estructuras de los nucleosomas y modulan el acceso de los factores de transcripción a el ADN (Figura 13.21). Además de modular la expresión génica, algunos de los complejos participan en el ensamblaje y la organización de los nucleosomas, después de la transcripción en lugares en los que se han expulsado los nucleosomas, el empaquetamiento del ADN, después de la replicación y reparación del ADN.

Figura 13.21 Descripción general de las funciones de los complejos remodeladores de cromatina dependientes de ATP. (a) Un subconjunto de complejos ISWI y CHD está involucrado en el ensamblaje, la maduración y el espaciamiento de los nucleosomas. (B) Los complejos SWI / SNF están involucrados principalmente en la expulsión de dímeros de histonas, la expulsión de nucleosomas y el reposicionamiento de nucleosomas mediante deslizamiento, modulando así el acceso a la cromatina. (C) Los complejos INO80 están involucrados en el intercambio de histonas. Cabe señalar que los complejos pueden estar implicados en otras funciones de remodelación de la cromatina.

Otro nivel de regulación de la cromatina se logra mediante un intercambio dinámico de histonas canónicas con variantes de histonas específicas. Las variantes de histonas son isoformas no alélicas de histonas canónicas que difieren en su secuencia primaria y propiedades funcionales. Por ejemplo, se ha encontrado que la variante de histona H3.3 se acumula progresivamente en varios tejidos somáticos de ratón con la edad, dando como resultado una sustitución casi completa de las formas canónicas H3.1 / 2iso a la edad de 18 meses. La deleción de H3.3 en ratones es letal y en la mosca de la fruta, Drosophila, causa esterilidad. Dentro del nematodo, C. elegans, la pérdida de H3.3 exhibe un fenotipo significativo & # 8216bagging & # 8217 que involucra huevos que incuban dentro del cuerpo del animal. Además, en los organismos que tenían una señalización deficiente de la insulina, la pérdida de H3.3 provocó una reducción de la esperanza de vida (aunque este fenotipo no se observa en animales con una vía de señalización de la insulina de tipo salvaje) (fig. 13.22). H3.3 también parece acumularse con la edad en los seres humanos, y su acumulación suele estar ausente en las células tumorales. En general, el reemplazo de variantes de histonas se asocia con cambios en las modificaciones postraduccionales (como la metilación) y tiene múltiples efectos sobre la estructura cromosómica general.

Figura 13.22 Los efectos de la variante de histona H3.3 en C. elegans Esperanza de vida. La expresión de H3.3 aumenta con el tiempo en C. elegans durante su vida útil normal. En organismos con alteración de la señalización de Inulina / IGF-1, la deficiencia de la línea germinal de H3.3 resultó en una disminución significativa en la esperanza de vida.

13.3 Interacciones proteína-ADN

Las proteínas utilizan una amplia gama de motivos estructurales de unión al ADN, como el homeodominio (HD), la hélice-vuelta-hélice (HTH) y la caja de grupo de alta movilidad (HMG) para reconocer el ADN. La HTH es el motivo de unión más común y se puede encontrar en varias proteínas represoras y activadoras (fig. 13.23). A pesar de su diversidad estructural, estos dominios participan en una variedad de funciones que incluyen actuar como mediadores de interacción de sustrato, enzimas para operar el ADN y reguladores de la transcripción. Varias proteínas también contienen segmentos flexibles fuera del dominio de unión al ADN para facilitar interacciones específicas y no específicas. Por ejemplo, muchas proteínas de la EH utilizan brazos N-terminales y una región enlazadora para interactuar con el ADN. Los datos de la Enciclopedia de Elementos de ADN (ENCODE) sugieren que aproximadamente el 99,8% de los motivos de unión putativos de TF no están unidos por sus respectivos TF en el genoma. Por lo tanto, está claro que la presencia de un único motivo de unión por TF no es adecuada para la unión de TF.

Figura 13.23 Figuras representativas de los dominios de unión del factor de transcripción. La figura muestra las estructuras cristalinas de diferentes tipos de dominios TF (3l1p, 4m9e, 5d5v, 1lbg, 1gt0 y 1nkp). Las estructuras se obtuvieron del Protein Data Bank (PDB) y se volvieron a dibujar usando quimera. Se han etiquetado los respectivos dominios y regiones importantes. HTH significa dominio de hélice-vuelta-hélice. bHLH significa motivo básico de hélice-bucle-hélice. HD y HMG significan homeodominio y dominio de cuadro de grupo de alta movilidad, respectivamente.

La mayoría de los estudios de mecanismos de búsqueda que intentan determinar cómo los TF encuentran sus sitios de unión se limitan a complejos de ADN-proteína desnudos, que no reflejan el entorno real de hacinamiento de una célula. Los estudios con ADN desnudo y factores de transcripción han demostrado que muchas proteínas que se unen al ADN viajan una gran distancia por difusión 1D. Sin embargo, el proceso de búsqueda de eucariotas debe ocurrir en presencia de cromatina, que tiene la capacidad de dificultar la movilidad de las proteínas. En este caso, la proteína debe disociarse del ADN, entrar en un modo 3D de estado de difusión y continuar con el proceso de búsqueda del sitio objetivo.

Los mecanismos de transferencia deslizante e intersegmental se pueden explicar a través del ejemplo de la laca represor. los laca represor contiene 4 monómeros idénticos (un dímero de dímeros) para su unión al ADN. La secuencia de unión de estos dímeros es simétrica o pseudo-simétrica, y cada mitad está identificada por estos monómeros idénticos. El dominio HTH del laca represor es el dominio de unión al ADN que facilita la interacción con su sitio objetivo en el ADN (fig. 13.24). Como resultado de una búsqueda rápida (deslizamiento) a lo largo de la molécula de ADN y la transferencia intersegmental entre secuencias de ADN distantes, el represor de lactosa encuentra sus sitios objetivo más rápido que el límite de difusión. La sección comprendida entre los residuos 1-46 del dominio de la proteína HTH, caracterizada por tres hélices α, mantiene su estructura secundaria a través de una unión específica y no específica (fig. 13.24).Cuando el represor se une a un sitio no específico, el dominio HTH interactúa con la columna vertebral del ADN y mantiene la interacción con su región de hélice en la yuxtaposición del surco principal. Esta disposición facilita la interacción de la hélice de reconocimiento con los bordes de las bases del ADN, lo que permite que el represor camine o busque su sitio específico en el ADN. Los residuos C-terminales del dominio de unión al ADN, residuos 47-62, forman la región bisagra y normalmente están desordenados durante el reconocimiento no específico; sin embargo, durante el reconocimiento del sitio específico, los residuos 50-58 adquieren una configuración de hélice α (bisagra hélice) (figura 13.24). La región de bisagra desordenada y la flexibilidad del dominio HTH permiten que la proteína se mueva libremente a lo largo del ADN para buscar su sitio objetivo. En complejos de unión específicos, la hélice de bisagra de cada monómero se encuentra en el centro simétrico del sitio de unión, lo que hace que las hélices de bisagra interactúen entre sí (transferencia intersegmental) para permitir una mejor estabilidad. Además, el ADN se dobla en el centro simétrico del sitio de unión específico (ángulo de 37 °), lo que favorece las interacciones monómero-monómero (fig. 13.24).

Figura 13.24. El motivo Helix-Turn-Helix del Lac Repressor. El represor Lac se une al ADN de forma no específica, lo que le permite deslizarse rápidamente a lo largo de la doble hélice del ADN hasta que encuentra la secuencia del operador lac. El dominio de unión al ADN emplea un motivo hélice-giro-hélice (HTH) ( Helices alfa , Vueltas ). Durante la unión no específica, el región bisagra está desordenado. los Doble hélice de ADN se representa como recto en el modelo cuando el Lac Repressor se une de manera no específica. Al reconocer la secuencia del operador específico, la unión no específica se convierte en unión específica. Durante esta conversión, la región de bisagra cambia de bucles desordenados a Helices alfa , que se unen al surco menor del ADN. Como se explica a continuación, esta unión estabiliza un retorcido (& # 8220bent & # 8221) Doble hélice de ADN conformación.

Además de la estructura de hélice-vuelta-hélice, el motivo del dedo de zinc también es muy común, especialmente en los TF eucariotas (fig. 13.25). Proteínas que contienen dedos de zinc (proteínas de dedos de zinc) se clasifican en varias familias estructurales diferentes. A diferencia de muchas otras estructuras supersecundarias claramente definidas, como las llaves griegas o las horquillas β, existen varios tipos de dedos de zinc, cada uno con una arquitectura tridimensional única. Esta estructura tridimensional determina una clase particular de proteína de dedo de zinc & # 8217s, pero también puede reconocerse en función de la estructura primaria de la proteína o la identidad de los ligandos que coordinan el ion zinc. Sin embargo, a pesar de la gran variedad de estas proteínas, la gran mayoría funciona típicamente como módulos de interacción que se unen al ADN, ARN, proteínas u otras moléculas pequeñas y útiles, y las variaciones en la estructura sirven principalmente para alterar la especificidad de unión de una proteína en particular. . El tipo más común de motivo de dedos de zinc utiliza dos residuos Cys y dos His (CCHH) que coordinan el ión Zn (II) para adoptar un pliegue ββα con tres residuos hidrófobos responsables de la formación de un pequeño núcleo hidrófobo que ofrece una estabilización adicional del zinc. dominio de los dedos (figura 13.25).

Figura 13.25 Alineaciones de secuencia de los dedos de zinc CCHH y una estructura representativa. (a) Alineación de los dominios de dedos de zinc similares a TFIIIA de diferentes organismos. El color verde denota residuos que son responsables de la formación del núcleo hidrófobo en la mayoría de los dedos de zinc CCHH (L17, F11 y L2). El amarillo y el azul indican los residuos de coordinación de Cys e His, respectivamente. (b) La estructura de RMN 3D de la 15ª ZF de la proteína 478 con dedos de zinc [PDB: 2YRH].

En general, los motivos de dedos de zinc muestran una considerable versatilidad en los modos de unión, incluso entre miembros de la misma clase (por ejemplo, algunos se unen al ADN, otros a la proteína), lo que sugiere que son andamios estables que han desarrollado funciones especializadas. Por ejemplo, las proteínas que contienen dedos de zinc funcionan en la transcripción de genes, traducción, tráfico de ARNm, organización del citoesqueleto, desarrollo epitelial, adhesión celular, plegamiento de proteínas, remodelación de cromatina y detección de zinc, por nombrar solo algunos. Los motivos que se unen al zinc son estructuras estables y rara vez experimentan cambios conformacionales al unirse a su objetivo.

El último dominio de unión que consideraremos en detalle aquí son los dominios de hélice-bucle-hélice que se encuentran en las proteínas que contienen cremallera de leucina. Específicamente, los bZIP (cremalleras de leucina de la región básica) son una clase de factores de transcripción eucariotas. El dominio bZIP tiene una longitud de 60 a 80 aminoácidos con una región básica de unión al ADN altamente conservada y una región de dimerización de cremallera de leucina más diversificada. Las dos regiones forman estructuras α-helicoidales que están conectadas entre sí a través de una región en bucle. Esto forma una estructura central de hélice-bucle-hélice (HLH) dentro de cada monómero de la proteína. Luego, dos monómeros se unen a través de la formación de una unión de cremallera de leucina formando una estructura de proteína heterodimérica. El heterodímero resultante puede unirse al ADN de una manera específica de secuencia a través de las hélices α básicas (fig. 13.26).

Específicamente, los residuos básicos, como lisinas y argininas, interactúan en el surco principal del ADN, formando interacciones específicas de secuencia (Fig. 13.26). La mayoría de las proteínas bZIP muestran una alta afinidad de unión por los motivos ACGT. Los heterodímeros bZIP existen en una variedad de eucariotas y son más comunes en organismos con mayor complejidad evolutiva.

Figura 13.26 Factores de transcripción de cremallera de leucina de la familia bZIP. Las subunidades de monómero de un bZIP protien heterodimérico contienen una estructura de núcleo Helix-loop-Helix (HLH), donde una hélice forma la cremallera de leucina con el otro monómero, y las hélices básicas de cada monómero interactúan con el surco principal del ADN diana. Las hélices se mantienen unidas por una región de bucle flexible. (Un monómero se muestra en azul y un monómero se muestra en verde).

13.4 Epigenética y herencia transgeneracional

Aunque todas las células somáticas de un organismo multicelular tienen el mismo genoma, diferentes tipos de células tienen diferentes transcriptomas (conjunto de todas las moléculas de ARN expresadas), diferentes proteomas (conjunto de todas las proteínas) y, por tanto, diferentes funciones. La diferenciación celular durante el desarrollo embrionario requiere la activación y represión de conjuntos específicos de genes mediante la acción de factores de transcripción que definen el linaje celular. Dentro de un linaje celular, los estados de actividad genética a menudo se mantienen durante varias rondas de divisiones celulares (un fenómeno llamado "memoria celular" o "herencia celular"). Desde el redescubrimiento de la epigenética hace unos 30 años (originalmente fue propuesto por Conrad Hal Waddington a principios de la década de 1940), la herencia celular se ha atribuido a bucles de retroalimentación reguladora de genes, modificaciones de cromatina (metilación del ADN y modificaciones de histonas), así como de larga duración. moléculas de ARN no codificantes, que colectivamente se denominan "Epigenoma". Entre las diferentes modificaciones de la cromatina, la metilación del ADN y el silenciamiento mediado por polycomb son probablemente los más estables y dotan a los genomas de la capacidad de imponer el silenciamiento de la transcripción de secuencias específicas incluso en presencia de todos los factores necesarios para su expresión.

Definición de herencia epigenética transgeneracional

La metaestabilidad del epigenoma explica por qué el desarrollo es tanto plástico como canalizado, como lo propuso originalmente Waddington. Aunque la epigenética se ocupa únicamente de la herencia celular de la cromatina y los estados de expresión génica, se ha propuesto que las características epigenéticas también podrían transmitirse a través de la línea germinal y persistir en las generaciones posteriores. El interés generalizado en "Herencia epigenética transgeneracional" se nutre de la esperanza de que los mecanismos epigenéticos puedan proporcionar una base para la herencia de los rasgos adquiridos. Sí, Lamarck nunca ha muerto y cada cierto tiempo levanta la cabeza, esta vez con la ayuda de la epigenética.

Aunque los rasgos adquiridos relacionados con las funciones corporales o cerebrales se pueden escribir en el epigenoma de una célula, no se pueden transmitir fácilmente de una generación a la siguiente. Para que esto ocurra, estos cambios epigenéticos tendrían que manifestarse también en las células germinales, que en los mamíferos están separadas de las células somáticas por la llamada barrera de Weismann. Además, la cromatina se reforma en gran medida durante la diferenciación de las células germinales, así como durante el desarrollo de las células totipotentes después de la fertilización, aunque algunos loci parecen escapar de la reprogramación epigenética en la línea germinal. Las moléculas de ARN de larga vida parecen verse menos afectadas por estas barreras y, por lo tanto, es más probable que transporten información epigenética a través de generaciones, aunque los mecanismos están en gran parte sin resolver.

Evidencia de la herencia epigenética transgeneracional

En los últimos 10 años, se han publicado numerosos informes sobre respuestas transgeneracionales a factores ambientales o metabólicos en ratones y ratas. Los factores incluyen disruptores endocrinos, dieta alta en grasas, obesidad, diabetes, desnutrición y traumatismos. Estos estudios investigaron la metilación del ADN, el ARN de los espermatozoides o ambos. Por ejemplo, cuando los ratones machos se vuelven prediabéticos por el tratamiento con estreptozotocina, esto afecta los patrones de metilación del ADN en sus espermatozoides resultantes, así como los islotes pancreáticos de F1 y F2 de la descendencia resultante. Además, los estudios han demostrado que el estrés traumático en la vida temprana alteró los procesos metabólicos y de comportamiento en la progenie y que la inyección de ARN de esperma de machos traumatizados en ovocitos fecundados de tipo salvaje reprodujo las alteraciones en la descendencia resultante.

En los seres humanos, los estudios epidemiológicos han relacionado el suministro de alimentos en la generación de los abuelos con los resultados de salud de los nietos. Un estudio indirecto basado en análisis de polimorfismo y metilación del ADN ha sugerido que los defectos de impronta esporádicos en el síndrome de Prader-Willi se deben a la herencia de una impronta de metilación de la abuela a través de la línea germinal masculina. Debido a la singularidad de estas cohortes humanas, estos hallazgos aún esperan una replicación independiente. Sin embargo, la mayoría de los casos de segregación de patrones anormales de metilación del ADN en familias con enfermedades raras resultaron ser causados ​​por una variante genética subyacente. Por tanto, es importante que estudios de esta naturaleza descarten los efectos de la herencia genética tradicional como factor de los fenotipos observados.

La herencia genética por sí sola no puede explicar completamente por qué nos parecemos a nuestros padres. Además de los genes, heredamos de nuestros padres el medio ambiente y la cultura, que en partes han sido construidos por las generaciones anteriores (fig. 13.27). Una forma específica del entorno es el útero de nuestra madre, al que estuvimos expuestos durante los primeros 9 meses de nuestra vida. El entorno materno puede tener efectos duraderos en nuestra salud. En el invierno holandés del hambre, por ejemplo, la desnutrición severa afectó a las mujeres embarazadas, a sus hijos por nacer y a las células germinales del feto. La mayor incidencia de enfermedades cardiovasculares y metabólicas observada en adultos F1 no se debe a la transmisión de información epigenética a través de la línea germinal materna, sino una consecuencia directa de la exposición en el útero, un fenómeno llamado "programación fetal" o, si son células germinales fetales y la descendencia F2 se ve afectada: “herencia intergeneracional”.

Figura 13.27. Sistemas de herencia transgeneracional. a La descendencia hereda de sus padres los genes (negro), el medio ambiente (verde) y la cultura (azul). Los genes y el medio ambiente afectan el epigenoma (magenta) y el fenotipo 22. El cultivo también afecta al fenotipo, pero en la actualidad no hay evidencia de un efecto directo del cultivo sobre el epigenoma (líneas azules discontinuas). Es tema de debate cuánta información epigenética se hereda a través de la línea germinal (líneas magenta discontinuas). Variante genética G, variante epigenética E. B Una epimutación (metilación del promotor y silenciamiento del gen B en este ejemplo) a menudo resulta de una transcripción de lectura aberrante de un gen vecino mutante, ya sea en orientación sentido como se muestra aquí o en orientación antisentido. La presencia de tal epimutación secundaria en varias generaciones de una familia imita la herencia epigenética transgeneracional, aunque de hecho representa la herencia genética. Flecha negra, barra vertical negra de transcripción, señal de terminación de la transcripción flecha rota, transcripción de lectura completa


Contenido

Aunque este término también se usa a veces indistintamente con exón, no es exactamente lo mismo: el exón está compuesto por la región codificante, así como por las regiones no traducidas 3 'y 5' del ARN, y por lo tanto, un exón sería parcialmente formado por regiones de codificación. Las regiones no traducidas 3 'y 5' del ARN, que no codifican proteínas, se denominan regiones no codificantes y no se describen en esta página. [4]

A menudo existe confusión entre las regiones de codificación y los exomas y existe una clara distinción entre estos términos. Mientras que el exoma se refiere a todos los exones dentro de un genoma, la región codificante se refiere a una sección singular del ADN o ARN que codifica específicamente un cierto tipo de proteína.

En 1978, Walter Gilbert publicó "Why Genes in Pieces", que comenzó a explorar la idea de que el gen es un mosaico, que cada cadena completa de ácido nucleico no se codifica continuamente sino que es interrumpida por regiones no codificantes "silenciosas". Esta fue la primera indicación de que debía haber una distinción entre las partes del genoma que codifican proteínas, ahora llamadas regiones codificantes, y aquellas que no lo hacen. [5]

La evidencia sugiere que existe una interdependencia general entre los patrones de composición base y la disponibilidad de la región de codificación. [7] Se cree que la región codificante contiene un mayor contenido de GC que las regiones no codificantes. Hay más investigaciones que descubrieron que cuanto más larga es la cadena de codificación, mayor es el contenido de GC. Las cadenas de codificación cortas son comparativamente todavía pobres en GC, similar al bajo contenido de GC de los codones de terminación de la traducción de la composición de base como TAG, TAA y TGA. [8]

Las áreas ricas en GC también son donde el tipo de mutación puntual de relación se altera ligeramente: hay más transiciones, que son cambios de purina a purina o pirimidina a pirimidina, en comparación con transversiones, que son cambios de purina a pirimidina o pirimidina a purina. Es menos probable que las transiciones cambien el aminoácido codificado y sigan siendo una mutación silenciosa (especialmente si ocurren en el tercer nucleótido de un codón) que generalmente es beneficiosa para el organismo durante la traducción y la formación de proteínas. [9]

Esto indica que las regiones codificantes esenciales (ricas en genes) tienen un mayor contenido de GC y son más estables y resistentes a la mutación en comparación con las regiones accesorias y no esenciales (pobres en genes). [10] Sin embargo, todavía no está claro si esto se produjo mediante una mutación neutra y aleatoria o mediante un patrón de selección. [11] También existe un debate sobre si los métodos utilizados, como las ventanas de genes, para determinar la relación entre el contenido de GC y la región de codificación son precisos e imparciales. [12]

En el ADN, la región codificante está flanqueada por la secuencia promotora en el extremo 5 'de la hebra molde y la secuencia de terminación en el extremo 3'. Durante la transcripción, la ARN polimerasa (RNAP) se une a la secuencia promotora y se mueve a lo largo de la hebra molde hasta la región codificante. Luego, RNAP agrega nucleótidos de ARN complementarios a la región codificante para formar el ARNm, sustituyendo uracilo en lugar de timina. [13] Esto continúa hasta que el RNAP alcanza la secuencia de terminación. [13]

Después de la transcripción y maduración, el ARNm maduro formado abarca múltiples partes importantes para su eventual traducción en proteína. La región codificante en un ARNm está flanqueada por la región no traducida 5 '(5'-UTR) y la región no traducida 3' (3'-UTR), [1] la tapa 5 'y la cola Poly-A. Durante la traducción, el ribosoma facilita la unión de los ARNt a la región codificante, 3 nucleótidos a la vez (codones). [14] Los ARNt transfieren sus aminoácidos asociados a la cadena polipeptídica en crecimiento, formando finalmente la proteína definida en la región codificante del ADN inicial.

La región codificante se puede modificar para regular la expresión génica.

La alquilación es una forma de regulación de la región codificante. [16] El gen que se habría transcrito puede silenciarse dirigiéndose a una secuencia específica. Las bases de esta secuencia se bloquearían utilizando grupos alquilo, que crean el efecto silenciador. [17]

Si bien la regulación de la expresión génica gestiona la abundancia de ARN o proteína producida en una célula, la regulación de estos mecanismos puede controlarse mediante una secuencia reguladora que se encuentra antes de que comience el marco de lectura abierto en una hebra de ADN. La secuencia reguladora determinará entonces la ubicación y el momento en que se producirá la expresión para una región codificante de proteína. [18]

El empalme de ARN determina en última instancia qué parte de la secuencia se traduce y expresa, y este proceso implica cortar intrones y juntar exones. Sin embargo, el lugar donde se corta el espliceosoma de ARN está guiado por el reconocimiento de los sitios de empalme, en particular el sitio de empalme 5 ', que es uno de los sustratos para el primer paso del empalme. [19] Las regiones codificantes se encuentran dentro de los exones, que se unen covalentemente para formar el ARN mensajero maduro.

Las mutaciones en la región codificante pueden tener efectos muy diversos sobre el fenotipo del organismo. Si bien algunas mutaciones en esta región de ADN / ARN pueden resultar en cambios ventajosos, otras pueden ser dañinas y, a veces, incluso letales para la supervivencia de un organismo. Por el contrario, los cambios en la región codificante pueden no siempre dar como resultado cambios detectables en el fenotipo.

Tipos de mutaciones Editar

Hay varias formas de mutaciones que pueden ocurrir en las regiones codificantes. Una forma son las mutaciones silenciosas, en las que un cambio en los nucleótidos no produce ningún cambio en el aminoácido después de la transcripción y traducción. [21] También existen mutaciones sin sentido, en las que las alteraciones de base en la región codificante codifican un codón de parada prematuro, lo que produce una proteína final más corta. Las mutaciones puntuales, o cambios de un solo par de bases en la región codificante, que codifican diferentes aminoácidos durante la traducción, se denominan mutaciones sin sentido. Otros tipos de mutaciones incluyen mutaciones de desplazamiento de marco, como inserciones o deleciones. [21]

Formación Editar

Algunas formas de mutaciones son hereditarias (mutaciones de la línea germinal) o se transmiten de padres a hijos. [22] Estas regiones codificantes mutadas están presentes en todas las células del organismo. Otras formas de mutaciones se adquieren (mutaciones somáticas) durante la vida de un organismo y pueden no ser constantes de célula a célula. [22] Estos cambios pueden ser causados ​​por mutágenos, carcinógenos u otros agentes ambientales (por ejemplo, UV). Las mutaciones adquiridas también pueden ser el resultado de errores de copia durante la replicación del ADN y no se transmiten a la descendencia. Los cambios en la región de codificación también pueden ser de novo (nuevos); se cree que estos cambios ocurren poco después de la fertilización, lo que resulta en una mutación presente en el ADN de la descendencia mientras que está ausente tanto en el esperma como en los óvulos. [22]

Prevención Editar

Existen múltiples mecanismos de transcripción y traducción para prevenir la letalidad debido a mutaciones deletéreas en la región codificante. Estas medidas incluyen la corrección de pruebas por parte de algunas ADN polimerasas durante la replicación, la reparación de errores de apareamiento después de la replicación, [23] y la "Hipótesis de oscilación", que describe la degeneración de la tercera base dentro de un codón de ARNm. [24]

Si bien es bien sabido que el genoma de un individuo puede tener grandes diferencias en comparación con el genoma de otro, investigaciones recientes han descubierto que algunas regiones codificantes están muy restringidas o son resistentes a la mutación entre individuos de la misma especie. Esto es similar al concepto de restricción entre especies en secuencias conservadas. Los investigadores denominaron a estas secuencias altamente restringidas regiones codificantes restringidas (CCR) y también han descubierto que tales regiones pueden estar involucradas en una selección de alta purificación. En promedio, hay aproximadamente 1 mutación de alteración de proteínas cada 7 bases codificantes, pero algunos CCR pueden tener más de 100 bases en secuencia sin mutaciones de alteración de proteínas observadas, algunas incluso sin mutaciones sinónimas. [25] Estos patrones de restricción entre genomas pueden proporcionar pistas sobre las fuentes de enfermedades raras del desarrollo o incluso la letalidad embrionaria. Las variantes clínicamente validadas y las mutaciones de novo en los CCR se han relacionado previamente con trastornos como la encefalopatía epiléptica infantil, el retraso en el desarrollo y la enfermedad cardíaca grave. [25]

Si bien la identificación de marcos de lectura abiertos dentro de una secuencia de ADN es sencilla, la identificación de secuencias codificantes no lo es, porque la célula traduce solo un subconjunto de todos los marcos de lectura abiertos a proteínas. [26] Actualmente, la predicción de CDS utiliza muestreo y secuenciación de ARNm de las células, aunque todavía existe el problema de determinar qué partes de un ARNm dado se traducen realmente en proteína. La predicción de CDS es un subconjunto de la predicción de genes, la última también incluye la predicción de secuencias de ADN que codifican no solo proteínas sino también otros elementos funcionales como genes de ARN y secuencias reguladoras.

Tanto en procariotas como en eucariotas, la superposición de genes ocurre con relativa frecuencia en virus de ADN y ARN como una ventaja evolutiva para reducir el tamaño del genoma mientras se conserva la capacidad de producir varias proteínas a partir de las regiones codificantes disponibles. [27] [28] Tanto para ADN como para ARN, las alineaciones por pares pueden detectar regiones de codificación superpuestas, incluidos marcos de lectura abiertos cortos en virus, pero requerirían una hebra de codificación conocida con la que comparar la posible hebra de codificación superpuesta. [29] Un método alternativo que utilice secuencias de un solo genoma no requeriría múltiples secuencias del genoma para realizar comparaciones, pero requeriría al menos 50 nucleótidos superpuestos para ser sensible. [30]


Hay pequeñas partes entre los genes en un operón que no codifica ningún aminoácido. ¿Cuál es el propósito de estas partes? - biología

Resumen del artículo:

El ácido ribonucleico mensajero o ARNm codifica la producción de una proteína. El ARNm se produce a partir de una plantilla de ADN mediante un proceso conocido como transcripción. Este ARNm lleva todos los códigos necesarios para la síntesis de proteínas en el citoplasma. Aquí en el citoplasma con la ayuda de ribosomas se producen proteínas. Al igual que el ADN, el ARNm también contiene información genética en la secuencia de nucleótidos organizados en codones. Cada codón consta de tres bases y codifican un aminoácido específico. Solo el codón de parada termina la síntesis de proteínas. Este proceso requirió dos tipos de ARN, ARN de transferencia para reconocer el codón y también proporciona el aminoácido correspondiente, y el ARN ribosómico es el componente central del proceso de síntesis de proteínas del ribosoma, que también se denomina traducción.

Estructura del ARN mensajero - ARNm: -

El ARN mensajero es una estructura monocatenaria, sin emparejamiento de bases. Contiene bases como adenina, guanina, citosina y uracilo. Dado que el ARNm se transcribe a partir de la molécula de ADN, sus secuencias son complementarias a las del ADN en el que se transcriben. Por lo general, cada gen transcribe su propio ARNm, por lo que puede haber entre 1000 y 10000 tipos diferentes de ARNm que pueden estar presentes en una sola célula.

La molécula de ARNm tiene las siguientes características estructurales:
1. Tapa: está presente en el extremo 5 'de la molécula de ARNm en la mayoría de las células eucariotas.
La tasa de síntesis de proteínas depende de la presencia de la tapa. Sin la tapa, las moléculas de ARNm se unen muy mal al ribosoma de fábrica que produce la proteína.

2. Región no codificante 1 (NC1). El límite es seguido por una región de 10 a 100
nucleótidos. Esta región es rica en bases de adenina y uracilo, y no codifican ninguna proteína, por lo que se denomina región no codificante.

3. Codón de iniciación: AUG es el codón de iniciación tanto en procariotas como en eucariotas.

4. La región de codificación: consta de unos 1.500 nucleótidos en promedio y
se traduce en una proteína funcional.

Diferencia entre ARNm procariótico y eucariótico:

1. El ARNm de muchos tipos de bacterias y bacteriófagos son poligénicos, es decir, un solo ARNm es transcrito por varios genes estructurales de un operón. También contiene muchos sitios para codones de iniciación y terminación. Es decir, un solo ARNm puede codificar varias moléculas de proteínas diferentes.

Mientras que todos los ARNm eucariotas conocidos tienen un solo sitio para el inicio y también la terminación de la síntesis de proteínas. Por lo tanto, el ARNm eucariota es de naturaleza monocistrónica.
2. En la mayoría de las células bacterianas, la traducción del ARNm comienza mientras el ARNm todavía se está transcribiendo a partir de la molécula de ADN.
Mientras que en los eucariotas, el ARNm producido a partir de la plantilla de ADN se transporta primero al citoplasma a través de los poros nucleares, luego forma complejos con el ribosoma y luego se sintetiza la proteína. Por lo tanto, el proceso de traducción comienza solo después de que se completa la transcripción del ARNm.

3. La vida útil del ARNm procariota es muy corta. Las moléculas de ARNm se descomponen constantemente en sus ribonucleótidos por una enzima conocida como ribonucleasas. En E. coli, la vida media promedio del ARNm es de solo dos minutos. Es decir, en un extremo del ARNm puede estar degradándose y en el otro extremo la traducción puede tener lugar simultáneamente. La corta vida útil del ARNm permite a los procariotas sintetizar diferentes proteínas o enzimas en respuesta a cambios en el entorno externo.

Los ARNm de eucariotas tienen una vida útil mucho más larga que los ARNm bacterianos. Es decir, los ARNm eucariotas son metabólicamente estables. Por ejemplo, los reticulocitos de mamíferos sintetizan proteínas incluso horas o días después de perder sus núcleos.

4. En procariotas, el ARNm sufre muy pocos cambios postranscripcionales y también hay un intervalo de tiempo muy corto entre la transcripción y el proceso de traducción. Por ejemplo, la traducción puede ocurrir simultáneamente mientras se realiza la transcripción en un extremo de la molécula de ARNm.
En eucariotas, el ARNm transcrito sufre importantes modificaciones postranscripcionales.

una. Poliadenilación en el extremo 3 'del ARNm. Esta cadena de poliadenilo ayuda a dar estabilidad a la molécula de ARNm.

B. Tapado o formación de un tapón en el extremo 5 'por condensación del residuo de guanilato

C. El ARNm transcrito presente en el núcleo antes de las modificaciones postranscripcionales se denomina ARNm heterogéneo. Estos ARNm heterogéneos constan de intrones y regiones de exones. Luego, con la ayuda del mecanismo de corte, se produce ARNm maduro que consta solo de la región codificante. Por lo tanto, el ARNm maduro tiene solo una fracción de longitud de moléculas de ARNm heterogéneas.

Estas son algunas de las principales diferencias entre las moléculas de ARNm procariotas y eucariotas.

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Implicaciones de la hipótesis

La propia evolución de los RF de clase I bien establecidos tiene varios acertijos sin resolver. Dado que no hay pruebas sólidas de una relación evolutiva entre los RF bacterianos de clase I y sus contrapartes de arqueas y eucariotas, se desconoce cómo se medió la terminación en el último ancestro común. Si hubo un factor basado en ARN similar a los ARNt, ¿fue sustituido independientemente con análogos de proteínas evolucionadas de manera convergente después de la división de los reinos de la vida? Se desconoce por qué hay dos RF de clase I en las bacterias, mientras que para la mayoría de los organismos de los otros reinos un factor sirve bien para este propósito. Incluso entre las bacterias mismas, hay un pequeño grupo de Micoplasma y Ureplasma especies que han perdido sus genes RF2 (se reasignó UGA para codificar Trp). Estas bacterias dependen de un único RF1 para el reconocimiento de sus codones de parada restantes. Sin embargo, estos son patógenos obligatorios con genomas muy reducidos, y se sabe que ninguna bacteria de vida libre carece de RF1 o RF2. Presumiblemente, una presión selectiva fuerte conserva dos RF de clase I en bacterias, aunque los beneficios de tener dos factores con especificidad superpuesta no son evidentes.

La hipótesis presentada aquí de una tercera RF de clase I no simplifica la situación. Al contrario, lo hace parecer aún más complicado. Sin embargo, aunque la investigación experimental de RFH puede no dar respuestas simples a las preguntas anteriores, ayudará a recrear una imagen más precisa de la evolución de RF. El aspecto más provocador de la historia de RFH es la falta de una aparente necesidad de otra RF de clase I más. No está claro qué tipo de señales podría reconocer RFH en el ARNm.

Las alteraciones específicas y conservadas (en comparación con RF1 y RF2) en aquellas partes de RFH que interactúan con el ARNm sugieren que RFH reconoce algo diferente de los codones de parada normales. Se pueden hacer varias sugerencias especulativas con respecto a lo que podría ser una señal RFH potencial. Mencionaremos algunos de ellos. Si RFH reconoce una combinación de nucleótidos estándar en el ARNm que no sean codones de parada (específica o inespecíficamente), competirá con los ARNt. Esto dará como resultado una traducción ambigua de codones de sentido como codones de terminación. En condiciones normales, es poco probable que una traducción tan ambigua sea beneficiosa. Sin embargo, durante la inanición de ciertos aminoácidos, la terminación prematura de sus codones correspondientes liberará ribosomas estancados. Por tanto, tal situación podría ser beneficiosa si RFH se expresa en condiciones de inanición por uno o más aminoácidos. Esto sería útil para tratar con los ribosomas cuyo sitio A está desocupado en contraste con la respuesta estricta mediada por RelA desencadenada por ribosomas estancados ocupados con ARNt desacilados [39]. Dado que es probable que exista un equilibrio entre dichos estados ribosómicos, la RFH puede actuar con RelA en paralelo. Si es correcta, la función de RFH se superpondría parcialmente con la de tmRNA, pero no tendría la característica de tmRNA de asegurar la adición de una etiqueta C-terminal, que es el sustrato de una proteasa específica que degrada rápidamente el producto.

La co-ocurrencia de RFH y el gen corriente arriba, también puede representar un equilibrio de toxina / antídoto. La terminación prematura no deseada (realizada por RFH) sería tóxica y debería ser controlada de cerca por otra proteína, aquí sugerida como el producto génico corriente arriba.

Otro papel potencial de la RFH podría ser el reconocimiento de nucleótidos que contienen ARNm que se modifican debido a daños o por otras razones. La lista de señales potenciales podría continuar. Cualquiera que sea la función RFH, RFH es prescindible en la mayoría de las bacterias modernas, lo que significa que su función también es prescindible o se logra mediante un sistema paralelo diferente.

Conocemos otros ejemplos de organismos con RF adicionales. En A. thaliana, hay tres eRF1 isogénicos muy similares [40]. En algunos ciliados, e. gramo. Euplotes y en ciertas arqueas metanogénicas, hay dos RF de clase I en lugar de solo uno [41,42]. Curiosamente, en los códigos genéticos de los ciliados y las arqueas metanogénicas, los codones de parada se han reasignado a codones de sentido. En muchos Euplotes UGA se reasigna a triptothan [41], mientras que en arqueas metagénicas UAG se traduce como pirrolisina [43]. Los correspondientes RF1 en estas especies tienen múltiples sustituciones en el área del motivo NIKS que es responsable de la discriminación del codón de parada [42]. Si la aparición de RFH fue el resultado de un evento de reasignación de codones similar es otra pregunta interesante que debe responderse.


Para obtener más información sobre los genes:

MedlinePlus Genetics proporciona resúmenes genéticos fáciles de usar que incluyen una explicación de la función normal de cada gen y cómo las variantes en el gen causan condiciones genéticas particulares.

También puede obtener más información sobre cómo se nombran las enfermedades genéticas y los genes en MedlinePlus Genetics.

El Museo Tecnológico de Innovación de la Universidad de Stanford describe los genes y cómo se descubrieron.

El Centro Virtual de Educación en Genética, creado por la Universidad de Leicester, ofrece información adicional sobre ADN, genes y cromosomas.


Hay pequeñas partes entre los genes en un operón que no codifica ningún aminoácido. ¿Cuál es el propósito de estas partes? - biología

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Capítulo 18 Biología AP

La función de un metabolito que controla un operón reprimible es que A) se una a la región promotora y disminuya la afinidad de la ARN polimerasa por el promotor. B) unirse a la región del operador y bloquear la unión de la ARN polimerasa al promotor. C) aumentar la producción de proteínas represoras inactivas. D) unirse a la proteína represora y desactivarla. E) unirse a la proteína represora y activarla.

El operón triptófano es un operón reprimible que A) está permanentemente encendido. B) se enciende solo cuando el triptófano está presente en el medio de crecimiento. C) se apaga solo cuando hay glucosa presente en el medio de crecimiento. D) se enciende solo cuando hay glucosa presente en el medio de crecimiento. E) se apaga cada vez que se agrega triptófano al medio de crecimiento.

¿Cuál de las siguientes es una proteína producida por un gen regulador? A) operón B) inductor C) promotor D) represor E) correpresor

¿La falta de qué molécula daría lugar a la incapacidad de la célula para "apagar" los genes? A) operón B) inductor C) promotor D) ubiquitina E) correpresor

¿Cuál de los siguientes, cuando es absorbido por la célula, se une al represor de modo que el represor ya no se une al operador? A) ubiquitina B) inductor C) promotor D) represor E) correpresor

La mayoría de las proteínas represoras son alostéricas. ¿Cuál de los siguientes se une al represor para alterar su conformación? A) inductor B) promotor C) ARN polimerasa D) factor de transcripción E) cAMP

Una mutación que inactiva el gen regulador de un operón reprimible en una célula de E. coli daría como resultado A) la transcripción continua del gen estructural controlado por ese regulador. B) inhibición completa de la transcripción del gen estructural controlado por ese regulador. C) unión irreversible del represor al operador. D) inactivación de la ARN polimerasa por alteración de su sitio activo. E) traducción continua del ARNm debido a la alteración de su estructura

Es probable que el operón de lactosa se transcriba cuando A) hay más glucosa en la célula que lactosa. B) los niveles de AMP cíclico son bajos. C) hay glucosa pero no lactosa en la célula. D) los niveles de AMP cíclico y lactosa son altos dentro de la célula. E) el nivel de cAMP es alto y el nivel de lactosa es bajo.

La transcripción de los genes estructurales en un operón inducible A) se produce de forma continua en la célula. B) comienza cuando el sustrato de la vía está presente. C) comienza cuando el producto de la vía está presente. D) se detiene cuando el producto de la vía está presente. E) no da lugar a la producción de enzimas.

Para que se transcriba un operón reprimible, ¿cuál de los siguientes debe ocurrir? A) Debe estar presente un correpresor. B) La ARN polimerasa y el represor activo deben estar presentes. C) La ARN polimerasa debe unirse al promotor y el represor debe estar inactivo. D) No puede haber ARN polimerasa y el represor debe estar inactivo. E) La ARN polimerasa no debe ocupar el promotor y el represor debe estar inactivo.

Para que se transcriba un operón reprimible, ¿cuál de los siguientes debe ocurrir? A) Debe estar presente un correpresor. B) La ARN polimerasa y el represor activo deben estar presentes. C) La ARN polimerasa debe unirse al promotor y el represor debe estar inactivo. D) La ARN polimerasa no puede estar presente y el represor debe estar inactivo. E) La ARN polimerasa no debe ocupar el promotor y el represor debe estar inactivo.

La alteración de los patrones de expresión génica en procariotas probablemente contribuiría a la supervivencia del organismo en ¿cuál de las siguientes formas? A) organizar la expresión génica para que los genes se expresen en un orden determinado B) permitir que cada gen se exprese un número igual de veces C) permitir que el organismo se adapte a los cambios en las condiciones ambientales D) permitir que los organismos jóvenes respondan de manera diferente a los más maduros organismos E) permitiendo que los cambios ambientales alteren el genoma del procariota

En respuesta a señales químicas, los procariotas pueden hacer ¿cuál de las siguientes? A) desactivar la traducción de su ARNm B) alterar el nivel de producción de varias enzimas C) aumentar el número y la capacidad de respuesta de sus ribosomas D) inactivar sus moléculas de ARNm E) alterar la secuencia de aminoácidos en ciertas proteínas

Si hay glucosa disponible en el entorno de E. coli, la célula responde con una concentración muy baja de cAMP. Cuando el cAMP aumenta en concentración, se une a CAP. ¿Cuál de los siguientes esperas que sea un efecto medible? A) disminución de la concentración de las enzimas lac B) aumento de la concentración de las enzimas trp C) disminución de la unión de la ARN polimerasa a los promotores relacionados con el metabolismo del azúcar D) disminución de la concentración de azúcares alternativos en la célula E) aumento de las concentraciones de azúcares como arabinosa en la célula

En el control positivo de varios operones relacionados con el metabolismo del azúcar, la proteína activadora de catabolitos (CAP) se une al ADN para estimular la transcripción. ¿Qué provoca un aumento de la PAC? A) aumento de glucosa y aumento de AMPc B) disminución de glucosa y aumento de AMPc C) aumento de glucosa y disminución de AMPc D) disminución de glucosa y aumento de represor E) disminución de glucosa y disminución de represor

Hay una mutación en el represor que da como resultado una molécula conocida como superrepresora porque reprime el operón lac de forma permanente. ¿Cuál de estos caracterizaría a un mutante así? A) No se puede vincular al operador. B) No puede hacer un represor funcional. C) No se puede unir al inductor. D) Produce moléculas que se unen entre sí. E) Hace un represor que se une a CAP.

¿Cuáles de los siguientes mecanismos se utilizan para coordinar la expresión de múltiples genes relacionados en células eucariotas? A) Los genes están organizados en grupos, con estructuras de cromatina locales que influyen en la expresión de todos los genes a la vez.B) Los genes comparten una secuencia intragénica común y permiten que varios activadores activen su transcripción, independientemente de su ubicación. C) Los genes se organizan en grandes operones, lo que les permite transcribirlos como una sola unidad. D) Un solo represor puede desactivar varios genes relacionados. E) Las señales ambientales entran en la célula y se unen directamente a los promotores.

Si observara la actividad del ADN metilado, esperaría que A) se replicara casi continuamente. B) estar desenrollando en preparación para la síntesis de proteínas. C) han desactivado o ralentizado el proceso de transcripción. D) ser transcrito y traducido muy activamente. E) inducir la síntesis de proteínas al no permitir que los represores se unan a ella.

La impronta genómica, la metilación del ADN y la acetilación de histonas son todos ejemplos de A) mutación genética. B) reordenamientos cromosómicos. C) cariotipos. D) fenómenos epigenéticos. E) translocación.

Cuando las histonas compactan el ADN en fibras de 10 nm y 30 nm, el ADN no puede interactuar con las proteínas necesarias para la expresión génica. Por lo tanto, para permitir que estas proteínas actúen, la cromatina debe alterar constantemente su estructura. ¿Qué procesos contribuyen a esta actividad dinámica? A) ADN superenrollado en o alrededor de H1 B) metilación y fosforilación de las colas de histonas C) hidrólisis de moléculas de ADN donde se envuelven alrededor del núcleo del nucleosoma D) accesibilidad de la heterocromatina a las enzimas fosforilantes E) escisión y reconstrucción de nucleótidos

Dos posibles dispositivos que utilizan las células eucariotas para regular la transcripción son A) la metilación del ADN y la amplificación de histonas. B) Amplificación de ADN y metilación de histonas. C) Acetilación y metilación del ADN. D) Metilación del ADN y modificación de histonas. E) amplificación de histonas y acetilación de ADN.

Durante la replicación del ADN, A) toda la metilación del ADN se pierde en la primera ronda de replicación. B) La ADN polimerasa está bloqueada por grupos metilo y, por lo tanto, las regiones metiladas del genoma se dejan sin copiar. C) la metilación del ADN se mantiene porque las enzimas de metilación actúan en los sitios de ADN donde una hebra ya está metilada y, por tanto, metila correctamente las hebras hijas después de la replicación. D) la metilación del ADN se mantiene porque la ADN polimerasa incorpora directamente nucleótidos metilados en la nueva hebra frente a cualquier nucleótido metilado en el molde. E) El ADN metilado se copia en el citoplasma y el ADN no metilado se copia en el núcleo.

En eucariotas, los factores de transcripción generales A) son necesarios para la expresión de genes que codifican proteínas específicas. B) se unen a otras proteínas oa un elemento de secuencia dentro del promotor llamado caja TATA. C) inhibir la unión de la ARN polimerasa al promotor y comenzar a transcribir. D) generalmente conducen a un alto nivel de transcripción incluso sin factores de transcripción específicos adicionales. E) se unen a secuencias justo después del sitio de inicio de la transcripción.

Las hormonas esteroides producen sus efectos en las células mediante A) la activación de enzimas clave en las vías metabólicas. B) activar la traducción de ciertos ARNm. C) promover la degradación de ARNm específicos. D) unión a receptores intracelulares y promoción de la transcripción de genes específicos. E) promover la formación de dominios en bucle en ciertas regiones del ADN.

Los factores de transcripción en eucariotas suelen tener dominios de unión al ADN, así como otros dominios que también son específicos para la unión. En general, ¿cuál de las siguientes opciones esperaría que muchos de ellos pudieran enlazar? A) represores B) ATP C) hormonas proteicas D) otros factores de transcripción E) tRNA

La expresión génica podría alterarse a nivel de procesamiento postranscripcional en eucariotas en lugar de procariotas debido a cuál de los siguientes factores? A) Los ARNm eucariotas tienen tapas de 5 'y colas de 3'. B) Los genes procariotas se expresan como ARNm, que es más estable en la célula. C) Los exones eucariotas pueden empalmarse en patrones alternativos. D) Los procariotas usan ribosomas de diferente estructura y tamaño. E) Los polipéptidos codificados en eucariotas a menudo requieren la escisión de secuencias señal antes de la localización.

¿Cuál de los siguientes procedimientos experimentales es más probable que acelere la degradación del ARNm en una célula eucariota? A) acortamiento enzimático de la cola poli-A B) eliminación de la tapa 5 'C) metilación de nucleótidos C D) metilación de histonas E) eliminación de uno o más exones

¿Cuál de los siguientes es más probable que tenga una pequeña proteína llamada ubiquitina adherida? A) una ciclina que suele actuar en G1, ahora que la célula está en G2 B) una proteína de la superficie celular que requiere transporte desde el ER C) un ARNm que sale del núcleo para ser traducido D) una proteína reguladora que requiere residuos de azúcar que se unirá E) un ARNm producido por un óvulo que será retenido hasta después de la fertilización

En la profase I de la meiosis en las hembras de Drosophila, los estudios han demostrado que hay fosforilación de un aminoácido en las colas de las histonas de los gametos. Una mutación en las moscas que interfiera con este proceso resulta en esterilidad. ¿Cuál de las siguientes es la hipótesis más probable? A) Estos ovocitos no tienen histonas. B) Cualquier mutación durante la ovogénesis resulta en esterilidad. C) Todas las proteínas de la célula deben estar fosforiladas. D) La fosforilación de la cola de histonas prohíbe la condensación cromosómica. E) Las colas de histonas deben eliminarse del resto de histonas.

El fenómeno en el que las moléculas de ARN de una célula se destruyen si tienen una secuencia complementaria a un ARN bicatenario introducido se denomina A) Interferencia de ARN. B) Obstrucción del ARN. C) Bloqueo de ARN. D) Direccionamiento de ARN. E) Eliminación de ARN.

A principios de este siglo hubo un anuncio general sobre la secuenciación del genoma humano y los genomas de muchos otros eucariotas multicelulares. Muchos se sorprendieron al ver que el número de secuencias codificantes de proteínas era mucho menor de lo esperado. ¿Cuál de los siguientes podría explicar la mayor parte del resto? A) ADN `` basura '' que no tiene ningún propósito posible B) secuencias codificantes de ARNr y ARNt C) ADN que se traduce directamente sin ser transcrito D) ADN que no codifica proteínas que se transcribe en varios tipos de ARN pequeños con función biológica E) no ADN codificante de proteínas que se transcribe en varios tipos de ARN pequeños sin función biológica

Entre los pequeños ARN no codificantes recientemente descubiertos, un tipo restablece los patrones de metilación durante la formación de gametos y bloquea la expresión de algunos transposones. Estos se conocen como A) miARN. B) piRNA. C) snRNA. D) ARNip. E) ARNi.

¿Cuál de las siguientes opciones describe mejor el ARNip? A) un ARN bicatenario corto, una de cuyas cadenas puede complementar e inactivar una secuencia de ARNm B) un ARN monocatenario que puede, cuando tiene pares de bases complementarios internos, plegarse en patrones de hoja de trébol C) un ARN bicatenario que se forma por la escisión de bucles en horquilla en un precursor más grande D) una porción de ARNr que le permite unirse a varias proteínas ribosomales para formar subunidades grandes o pequeñas E) una molécula, conocida como Dicer, que puede degradar otras secuencias de ARNm

Una forma en que los científicos esperan utilizar el conocimiento reciente adquirido sobre los ARN no codificantes reside en las posibilidades de su uso en medicina. De los siguientes escenarios para la investigación futura, ¿cuál esperaría obtener más de los ARN? A) explorar una forma de activar la expresión de pseudogenes B) dirigirse a los ARNip para deshabilitar la expresión de un alelo asociado con la enfermedad autosómica recesiva C) dirigirse a los ARNsi para inhabilitar la expresión de un alelo asociado a la enfermedad autosómica dominante D) crear knock-out organismos que pueden ser útiles para el diseño de fármacos farmacéuticos E) buscando una forma de evitar que el ADN viral cause infección en humanos

¿Cuál de las siguientes describe la función de una enzima conocida como Dicer? A) Degrada el ADN monocatenario. B) Degrada el ARNm monocatenario. C) Degrada el ARNm sin cola poli-A. D) Recorta pequeños ARN bicatenarios en moléculas que pueden bloquear la traducción. E) Corta ADN monocatenario de virus infecciosos.

En una serie de experimentos, la enzima Dicer se inactivó en células de varios vertebrados de modo que el centrómero se forma anormalmente a partir de la cromatina. ¿Cuál de las siguientes situaciones es más probable que ocurra? A) Los ARNm habituales transcritos a partir del ADN centromérico faltarán en las células. B) Las tétradas ya no podrán formarse durante la meiosis I. C) Los centrómeros serán eucromáticos en lugar de heterocromáticos y las células morirán pronto en cultivo. D) Las células ya no podrán resistir la contaminación bacteriana. E) El ADN de los centrómeros ya no podrá replicarse.

Desde que Watson y Crick describieron el ADN en 1953, ¿cuál de los siguientes podría explicar mejor por qué todavía se explica la función de los ARN pequeños? A) A medida que los ARN han evolucionado desde entonces, han asumido nuevas funciones. B) Watson y Crick describieron el ADN pero no predijeron ninguna función del ARN. C) Las funciones de los ARN pequeños no pudieron abordarse hasta que se secuenciara todo el genoma humano. D) Las consideraciones éticas impidieron a los científicos explorar este material hasta hace poco. E) Los cambios en la tecnología, así como nuestra capacidad para determinar la cantidad de ADN que se expresa, ahora lo han hecho posible.

Se le presenta un problema experimental que involucra el control de la expresión de un gen en el embrión de una especie en particular. Una de sus primeras preguntas es si la expresión del gen está controlada a nivel de transcripción o traducción. ¿Cuál de las siguientes opciones podría darte una mejor respuesta? A) Se explora si ha habido un empalme alternativo examinando secuencias de aminoácidos de proteínas muy similares. B) Mide la cantidad del pre-ARNm apropiado en varios tipos de células y descubre que son todos iguales. C) Evalúa la posición y secuencia del promotor y potenciador de este gen. D) Un análisis de la producción de aminoácidos por la célula muestra que hay un aumento en esta etapa de la vida embrionaria. E) Utiliza un antibiótico conocido por evitar la traducción.

En los seres humanos, las formas embrionarias y fetales de hemoglobina tienen una mayor afinidad por el oxígeno que la de los adultos. Esto se debe a A) genes no idénticos que producen diferentes versiones de globinas durante el desarrollo. B) genes idénticos que generan muchas copias de los ribosomas necesarios para la producción de globina fetal. C) pseudogenes, que interfieren con la expresión génica en adultos. D) la unión de grupos metilo a la citosina después del nacimiento, que cambia el tipo de hemoglobina producida. E) proteínas histonas que cambian de forma durante el desarrollo embrionario.

El hecho de que las plantas se puedan clonar a partir de células somáticas demuestra que A) las células diferenciadas retienen todos los genes del cigoto. B) los genes se pierden durante la diferenciación. C) el estado diferenciado es normalmente muy inestable. D) las células diferenciadas contienen ARNm enmascarado. E) la diferenciación no ocurre en las plantas.


MATERIALES Y MÉTODOS

En nuestro algoritmo de dos capas, la capa inferior predice los uber-operones candidatos iniciales mediante la identificación de un conjunto de genes enlazadores utilizando un solo genoma de referencia. La capa superior fusiona todas las predicciones de uber-operón proporcionadas por la capa inferior contra cada conjunto de genomas de referencia para dar la predicción final. El propósito de usar múltiples genomas de referencia es aumentar la confiabilidad de la predicción al reducir la predicción falsa accidental o la ausencia de genes enlazadores, lo que puede ocurrir al usar un solo genoma de referencia.

Preparación de datos

Al seleccionar un genoma completo en cada género, hemos obtenido 115 genomas de 224 genomas bacterianos completos en el sitio web del NCBI (publicación del 05/03/2005). Los resultados de la predicción del operón para estos genomas se descargaron de http://www.microbesonline.org/operons/, denotados como VIMSS operones (7). También hemos aplicado nuestro programa interno, JPOP (2, 6), para la predicción de operones. El tamaño medio del operón predicho por JPOP es ligeramente más pequeño que el del VIMSS operones, aunque los dos programas tienen una precisión de predicción similar (F. Mao e Y. Xu, datos no publicados). los VIMSS Los operones se utilizan para nuestro estudio, porque su tamaño de operón ligeramente mayor debería conducir, en principio, a una menor tasa de falsos negativos en la identificación del gen enlazador. Ya que VIMSS tiene predicciones de operón para sólo 91 de los 115 genomas (incluyendo Escherichia coli K12), hemos eliminado los 24 genomas restantes de una consideración adicional (consulte la Tabla complementaria S1).

Otro conjunto de datos necesario para nuestra predicción de super-operón son los genes homólogos en los genomas de referencia para cada gen en nuestro genoma objetivo. Hemos llevado a cabo un mapeo de genes homólogos para cada uno de los 91 genomas contra los 90 genomas restantes, utilizando la búsqueda BLAST con un mi-valor de corte en 10 −3. Tanto los operones predichos como los genes homólogos se proporcionan en nuestra base de datos Uber-Operon: http://csbl.bmb.uga.edu/uber.

Predicción del operón uber contra un genoma de referencia

Primero formulamos el problema de la identificación del superoperón basado en un genoma de referencia y luego esbozamos un algoritmo para resolver el problema. La principal y fundamental diferencia entre nuestro algoritmo y el algoritmo de (14) es que no asumimos que se da la relación del gen ortólogo, sino que la relación del gen ortólogo se detecta simultáneamente con la predicción del uber-operón.

Considere un genoma objetivo GRAMO1 y un genoma de referencia GRAMO2. Suponemos que cada gen en GRAMO1 tiene como máximo un ortólogo en GRAMO2, y viceversa. Intuitivamente, un uber-operón se modela como un grupo máximo de operones relacionados transcripcionalmente o funcionalmente que están vinculados a través de genes enlazadores y no hay superposición entre dos uber-operones (a diferencia de los regulones). Un problema desafiante en la identificación de uber-operones es identificar con precisión genes ortólogos entre dos genomas. Nuestro estudio anterior ha demostrado que los métodos existentes, como BDBH (20), sus variaciones (21) y COG (22) no son adecuados para la identificación altamente específica y precisa de genes ortólogos a gran escala, ya que todos estos algoritmos intentan predecir la ortología basada principalmente en información de similitud de secuencia, y la información de similitud de secuencia por sí sola no implica ortología (12). Este problema ha sido parcialmente superado por una nueva estrategia empleada en nuestro trabajo reciente sobre el mapeo de genes ortólogos utilizando tanto la similitud de secuencia como la información de la estructura genómica (12, 23). La idea básica es la siguiente. Si un par de genes gramo1, gramo2 están en el mismo operón de GRAMO1 y sus genes homólogos gramo1' y gramo2′ También están en el mismo operón en GRAMO2, entonces la probabilidad de gramo1 y gramo1' y gramo2 y gramo2′, Respectivamente, ser ortólogo es alto (23). Entonces, nuestro algoritmo de identificación de uber-operón es encontrar tales mapeos en el contexto de encontrar uber-operones, lo que maximiza la probabilidad general de que todos los pares de genes mapeados sean ortólogos.

Formalmente, definimos un gráfico bipartito B = (U, V, mi) para genomas GRAMO1 y GRAMO2 como sigue. Dejar


Discusión

El análisis informático se ha utilizado para la predicción de señales de transcripción bacteriana durante más de 15 años (10, 38-14) y, en muchas ocasiones, los resultados han servido de base para nuevos trabajos experimentales (por ejemplo, 43). También se examinó la evolución conjunta de regulones y reguladores (45). Sin embargo, hasta donde sabemos, este estudio es el primer intento de caracterizar sistemáticamente los sitios reguladores en dos o más genomas mediante la comparación de los respectivos conjuntos completos de genes.

Este enfoque comparativo implica tres componentes principales: (i) predicción de los sitios de unión del factor de transcripción, (ii) delimitación de la relación ortóloga entre genes mediante la comparación de sus productos proteicos y (iii) comparación y, cuando sea necesario, predicción de las funciones de las proteínas. El uso de genomas completos facilita la identificación de ortólogos y, por tanto, aumenta la fiabilidad de las inferencias con respecto a funciones celulares idénticas o similares de las proteínas. Sin embargo, a pesar de la posible incertidumbre en términos de ortología, la identificación de genes homólogos en todas las especies bacterianas, incluidas aquellas cuyas secuencias genómicas aún no se han completado, el uso de la búsqueda de similitudes en Gen-Bank es un complemento útil para este análisis.

Todos los sitios considerados en este documento son aproximadamente palindrómicos. Sin embargo, utilizamos los sitios en la orientación correspondiente a la dirección de transcripción y no simétricamente los perfiles. Hubieron dos razones para esto. Primero, estábamos interesados ​​en diseñar un procedimiento general para el reconocimiento de sitios, en lugar de uno que sea aplicable solo a sitios simétricos. En segundo lugar, no se garantiza que incluso los factores diméricos unan a sus operadores de manera simétrica. Esta posibilidad se ha planteado en el caso de TrpR basado en los datos cristalográficos (46) y modificación química de sitios naturales (47), y en el caso de AraC basado en análisis mutacional (48). La señal de unión de Lrp derivada de los datos SELEX tampoco es simétrica (49).

El análisis comparativo de la E. coli y H.influenzae Los genomas revelaron tres tipos principales de diferencias entre los operones que están sujetos al mismo modo de regulación. Las diferencias del primer tipo se limitan a la presencia o ausencia de genes individuales en operones conservados de otro modo. Los ejemplos en H.influenzae son operones ycfCpurB (purB en E. coli, Figura 3b), argH (argCBH en E. coli, Figura 3c), ydfGtrpBA (trpBA en P. multocida, Fig.3e) y tyr A (aroFtyrA en E. coli, Figura 3g).

El segundo tipo de cambios implica la división de un operón en dos partes, las cuales retienen la regulación. Dos E. coli opérons, purHD y glyA, ambos regulados por PurR, corresponden, en H.influenzae, a la cadena de genes HI0887-HI0889 con una caja PUR corriente arriba de HI0887 (Fig. 3a). De manera similar, el operón triptófano se descompone en H.influenzae en dos partes, trpEDC y trpBA, las cuales tienen cajas fuertes de TRP en las regiones regulatorias.

Finalmente, algunos opérons pierden o cambian la regulación. El caso más interesante de esta categoría es la eliminación de ronroneo autorregulación en H.influenzae. La pérdida de la "regulación de los reguladores" parece ser un fenómeno más general: en E. coli, el represor IlvY regula tanto su propio gen ilvY y el adyacente ilvC gen, que se transcriben a partir de promotores divergentes. Por el contrario, en H.influenzae, aunque la ubicación general de estos genes es la misma, la distancia entre ellos es mucho mayor y un sitio de unión candidato está cerca de ilvC, pero demasiado distante de ilvY esperar la autorregulación (M.Gelfand, observación no publicada). La eliminación de este mayor nivel de regulación puede estar relacionada con la evolución del estilo de vida parasitario de H.influenzae que requiere mucha menos versatilidad en la respuesta de la bacteria a los cambios ambientales que sus parientes de vida libre, como E. coli. Otro caso claro de simplificación en la regulación incluye la pérdida de la caja TYR por el H.influenzae mtr operón, que en E. coli está regulado por TrpR y TyrR. El mecanismo de bloqueo de la represión de purB por ronroneo en E. coli no se conserva en H.influenzae, aunque la represión en sí parece existir. Finalmente, es posible que el gen aroG de H.influenzae ha cambiado su regulación de TyrR a TrpR.

La conservación de una proteína reguladora de unión al ADN en un genoma bacteriano no caracterizado parece ser un predictor confiable de la conservación de los sitios de unión en al menos algunos operones, incluso si falta la mayor parte del regulón. Por ejemplo, solo hay tres genes conocidos en el regulón de arginina de H.influenzae, incluido el represor ArgR en sí mismo (pero sin contar las proteínas de transporte que se predice que pertenecen al regulón de arginina en este trabajo), pero las cajas ARG se conservan. los E. coli La matriz de reconocimiento de caja ARG parece capaz de detectar las señales relevantes incluso en los Bacillus subtilis genoma, que también codifica un ortólogo de ArgR (A.AMironov y M.S.Gelfand, observaciones no publicadas). Por el contrario, no hay cajas PUR fuertes en el Helicobacter pylori genoma que no codifica un ortólogo PurR. Del mismo modo, aunque hay un represor de purina en B. subtilis, no está relacionado con el E. coli PurR, y de hecho, el tipo de regulación (principalmente por atenuación) y los sitios reguladores (en unos pocos genes regulados a nivel de transcripción) del B. subtilis regulón de purina difieren de los de E. coli. los P. aeruginosa operón trpBA está regulado por el represor TrpI, que no está relacionado con TrpR de E. coli y H.influenzaey, como era de esperar, no hay cajas de TRP en la región corriente arriba de este operón.

Este estudio nos permitió hacer varias predicciones que parecen ser fácilmente comprobables experimentalmente. Un grupo de tales predicciones incluye inferencias sobre cambios en los patrones de regulación, a saber, la pérdida de autorregulación en el H.influenzae ortólogo de PurR, diferente modo de represión de purB, y el aparente cambio en la regulación de aroG. El segundo grupo de predicciones extiende los regulones de purina y arginina tanto en E. coli y H.influenzae por inclusión de proteínas de transporte (transportadores de purina y arginina). Es algo sorprendente que estos sistemas de transporte, especialmente la gran familia de simportadores H + / purina, no hayan sido identificados como parte del regulón de purina mediante análisis genético. Una posible explicación es que todos los genes de esta familia que se predice que están bajo la regulación de PurR tienen parálogos no regulados cercanos y, por lo tanto, el efecto de las mutaciones en los genes regulados podría manifestarse solo en condiciones muy específicas.

Otras direcciones de investigación incluirán el análisis de sistemas reguladores globales, como los regulones SOS, CRP, Fur y Fnr, y múltiples sistemas de interacción, por ejemplo, la interacción entre la regulación de purina y pirimidina o la interacción entre la regulación por represión y por atenuación en el aromático. regulón de aminoácidos, así como comparaciones entre genomas más distantes, como E. coli y B. subtilis. Como objetivo más distante, prevemos el desarrollo de técnicas para la caracterización sistemática de vías reguladoras en genomas recién secuenciados.